UNIVERSITE DE LUBUMBASHI
Faculté des Sciences Pharmaceutiques
Département de Pharmacologie
Unité de Chimie Thérapeutique
Etude ethnobotanique, chimique et activités biologiques de Diplorhynchus condylocarpon, Erythrina abyssinica et de Luffa aegyptiaca plantes réputées antiulcéreuses à Lubumbashi
MALONGE MKASA Malgrinia
Mémoire présenté et défendu en vue de l’obtention du
Diplôme de Docteur d’exercice en Sciences Pharmaceutiques (PharmD) Option : Industrie et Analyse de médicaments
Décembre 2023
UNIVERSITE DE LUBUMBASHI
Faculté des Sciences Pharmaceutiques
Département de Pharmacologie
Unité de Chimie Thérapeutique
Etude ethnobotanique, chimique et évaluation des activités biologiques de Diplorhynchus condylocarpon,
Erythrina abyssinica et de Luffa aegyptiaca plantes réputées antiulcéreuses à Lubumbashi
MALONGE MKASA Malgrinia
Travail présenté et défendu en vue de l’obtention du
Diplôme de Pharmacien
Option : Industrie et Analyse de médicaments
Directeur BASHIGE CHIRIBAGULA Valentin
Professeur associé (UNILU)
Année académique 2022-2023
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DEDICACE
A l’Eternel, Dieu tout puissant
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REMERCIEMENTS
La réalisation d’un mémoire de fin d’étude est un parcours semé d’embûches, jalonné par des périodes d’espoirs et de découragements. Ce travail n’aurait pu aboutir sans la collaboration et le soutien de nombreuses personnes que nous tenons à remercier chaleureusement.
Nous tenons de prime abord, à exprimer nos vifs remerciements au Professeur associé BASHIGE CHIRIBAGULA Valentin, PhD, Directeur de ce mémoire, non seulement pour avoir accepté la direction de ce travail et l’avoir conduit à sa réalisation avec patience et disponibilité, mais aussi pour avoir guidé nos premiers pas dans la recherche et pour nous avoir permis d’approfondir nos connaissances dans le domaine des substances naturelles. Nous avons été très sensibles à toute la confiance qu’il nous a accordée et à sa grande disponibilité et son attention. Il a éveillé en nous la passion de la recherche et boosté encore plus notre amour pour la pharmacognosie. Sa grande expérience, son assistance sans failles, sa rigueur scientifique, ses précieux conseils et surtout ses encouragements ont conduit à l’aboutissement de cette étude. Nous ne le remercierons jamais assez, pour nous il sera pour toujours notre modèle. Nous tenons à exprimer nos vifs remerciements aux Professeurs OKUSA NDJOLO Philippe et MANYA MBONI Henri, pour leurs conseils avisés durant la réalisation de ce travail.
Nous voulons, ici, exprimer notre profonde reconnaissance au CT NTABAZA Vianney, aux assistants SUMBU Trésor, BIAYI Ben, KABADI Joël et au pharmacien MUHONA Melman pour leurs contributions lors de nos différentes manipulations au laboratoire.
Nous disons un grand merci aux co-mémorants : NSANGWA Rodrigue, KABUNDA Elie, SAMBOBO Fortune, BILONDA Blandine, FARADJA Esther, MVITA Christian, MORO MPIA, ITUMBI Michel, NDAMBO Chris, NDAYA Christelle, MAKUTA Déborah, MPUTU Yvonne, AWEZAIE Jemima, MONGA Sylvie, Bachir MBWEBWA, LUKINDA Patient, et
NISHIMWE Claudine pour avoir rendu nos moments d’expérimentations chaleureux ;
A nos frères et sœurs, TSHIALA Marthe, NSABUA Bruno, BOLAMBA Pierre, BAKADI Jean, DISANKA Marie, BEYA Léon, BAFUNDJA Olivier et BADIMUMUA Aimée, en témoignage de toute affection et de profonds sentiments fraternels que nous portons à leur égard et à l’attachement qui nous unit. Leur présence et leurs encouragements nous ont été d’une aide précieuse.
A tous les collègues et promotionnels soyez remerciés.
Malgrinia Malonge Mkasa
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RESUME
Contexte & Objectifs : Cette étude a été conduite en vue de recenser les plantes utilisées en médecine traditionnelle à Lubumbashi dans le traitement des ulcères gastroduodénaux et sur trois d’entre elles, Diplorhynchus condylocarpon (DiCo), Erythrina abyssinica (ErAb) et Luffa aegyptiaca (LuAe), de réaliser le criblage chimique et physico-chimique en plus des activités antiulcéreuse, mitotique et antioxydante.
Méthodes : Les données ethnobotaniques ont été collectées auprès des sources documentaires locales par fouille documentaire et auprès des praticiens de la médecine traditionnelle (PMT) par interview directe. L’activité antiulcéreuse a été évaluée par le modèle d’induction d’ulcère sur Cavia porcellus par une solution éthanolique acidifiée et l’évaluation de l’activité mitotique a été réalisée par le test de germination sur Glycine max. C’est par le test au DPPH que l’activité antioxydante a été mise en évidence. Les réactions classiques en solution et les essais physicochimiques sur les drogues ont permis respectivement de rechercher des groupes bioactifs et de développer les caractéristiques pharmacognostiques des drogues.
Résultats : De 11 ressources documentaires et 50 PMT (sexe ratio homme-femme : 1,8 ; âge moyen : 50 ± 14,1 ans, expérience de métier : 22 ± 12,8 ans), 75 plantes ont été répertoriées. Elles appartiennent à 35 familles dominées par les fabaceae (34%). Les 34 espèces issues de l’enquête auprès de PMT ont fourni 34 recettes antiulcéreuses où l’écorce de tige est l’organe le plus utilisé (49 %) et la décoction (71 %), le mode de préparation le plus sollicité. A l’issue de cette enquête, D. condylocarpon (IC = 0,22), E. abyssinica (IC = 0,20) et L. aegyptiaca (IC = 0,20) ont été sélectionnées pour la suite des travaux. Du point de vue activité antiulcéreuse, leurs extraits hydro-alcooliques aux doses de 150 à 270 mg/kg ont été actifs (IU : 60-90 %).
LuAeF (IU : 90,3 %), l’extrait le plus antiulcéreux, a présenté une activité équivalente à celle de l’oméprazole IU = 91,08 %. Il a également présenté une activité antioxydante comparable à celle de la quercétine : 2,4 µg/mL mais n’a pas présenté d’activité mitotique. Il contient des composés phénoliques notamment des flavonoïdes (CFT : 2,692 ± 0,03 mg QEg-1) dont le ratio phénols totaux /flavonoïdes totaux est de 1,04. Sa poudre marronne comporte des poils tecteurs unicellulaires, des stomates anomocytique, une cendre totale de 25,35 %, un indice de gonflement de 4,76 cm et une fluorescence jaune à 366 nm en présence du dichlorométhane. Conclusion : Cette étude montre que la médecine traditionnelle lushoise utilise des plantes contre l’ulcère gastroduodénal dont les composés bioactifs méritent d’être recherchés ultérieurement.
Mots-clés : Ulcère peptique, Plantes médicinales, Cavia porcellus, EtOH-HCl, Glycine max,
DPPH-test
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ABSTRACT
This study was conducted to identify the plants used in traditional medicine in Lubumbashi in the treatment of gastroduodenal ulcers and on three of them Diplorhynchus condylocarpon (DiCo), Erythrina abyssinica (ErAb) and Luffa aegyptiaca (LuAe) chemical and physicochemical screening in addition to antiulcer, mitotic and antioxidant.
Ethnobotanical data were collected from local documentary sources by documentary research and with practitioners of traditional medicine (PMT) by interview direct. The anti-ulcer activity was evaluated by the ulcer induction model on Cavia porcellus by an acidified ethanolic solution and the evaluation of the mitotic activity was carried out by the germination test on Glycine max. It is by the DPPH test that the activity antioxidant was demonstrated. Classical reactions in solution and physical tests chemicals on drugs have made it possible to search for bioactive groups and develop the pharmacognostic characteristics of drugs. From 11 resources documentaries and 50 PMT (sex ratio male-female: 1.8; average age: 50 ± 14.1 years, professional experience: 22 ± 12.8 years), 75 plants were listed. They belong to 35 families dominated by fabaceae (34%). The 34 species resulting from the PMT survey provided 34 antiulcer recipes where the stem bark is the most used organ (49%) and the decoction (71%), the most requested method of preparation. At the end of this investigation, D. condylocarpon (IC = 0.22), E. abyssinica (IC = 0.20) and L. aegyptiaca (IC = 0.180) were selected for further work. From the point of view of antiulcer activity, the extracts hydro-alcoholics at doses of 150 to 270 mg/kg were active (IU: 60-90%). LuAeF (UI: 90.3%), the most anti-ulcer extract, exhibited an activity equivalent to that of omeprazole IU = 91.08%. It also exhibited antioxidant activity comparable to that of quercetin: 2.4 µg/mL but showed no mitotic activity. It contains phenolic compounds including flavonoids (CFT: 2.692 ± 0.03 mg QEg-1) whose ratio total phenols/total flavonoids of 1.04. Its brown powder has protective hairs unicellular, anomocytic stomata, a total ash of 25.35%, an index of swelling of 4.76 cm and a yellow fluorescence at 366 nm in the presence of dichloromethane. This study shows that traditional Lushoise medicine uses plants against ulcers gastroduodenal whose bioactive compounds deserve further research.
Key-words: Peptic ulcer, Medicinal plants, Cavia porcellus, EtOH-HCl, Glycine max, DPPHtest.
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LISTE DES FIGURES
Figure 1. Localisation d’ulcères gastriques et d’ulcères duodénaux (Aoumari et al., 2020). … 4
Figure 2. Classe thérapeutique d’ulcère gastroduodénal ………………………………………………….. 7
Figure 3. Familles (a) ; partie utilisée (b) et mode de préparation (c). ……………………………… 10
Figure 4. Feuilles (a), fruits (b) et fleurs (c) de Luffa aegyptiaca Mill. (Cucurbitaceae). ……. 11
Figure 5. Erythrina abyssinica Lam. ex DC. (Fabaceae) : feuilles (a), fruits (b) et fleurs (c) 12
Figure 6. Diplorhynchus condylocarpon (Müll. Arg.) Pichon (Apocynaceae) : feuilles et fruit
(A), fleurs (B), …………………………………………………………………………………………………………. 14
Figure 7. Rapports sur le nombre d’articles et documents de 1989 à nos jours. ………………… 18
Figure 8. Ville de Lubumbashi. ………………………………………………………………………………….. 19
Figure 9. Cavia porcellus dans les cages. ……………………………………………………………………. 21
Figure 10. Quercétine (a) et Colchicine (b) ………………………………………………………………….. 22
Figure 11. Familles (a), organes utilisés (b), mode de préparation (c) plantes présumées antiulcéreuses issues des sources documentaires locales et FCR exprimée en %. ……………… 37 Figure 12. Familles (a) et appellations (b) des espèces répertoriées auprès des PMT. ………. 44
Figure 13. Partie utilisée (a) & mode de préparation (b) ………………………………………………… 46 Figure 14. Observation visuelle des cobayes dans la période pré-conservation au formol du
groupe control de normalité (a) et de contrôle d’ulcération (b). ………………………………………. 54
Figure 15. Estomac traité par le mélange HCl 3%/EtOH 60% (a), Estomac normal (b) et
Estomac traité avec la solution physiologique NaCl 0,9% (c). ………………………………………… 54
Figure 16. % d’ulcération (α) & %Inhibition (β). …………………………………………………………. 56
Figure 17. Taux de germination aux doses de dose de 1 mg/mL de 0,0625 mg/mL ………….. 57 Figure 18. La longueur de radicule (cm) ……………………………………………………………………… 58
Figure 19. Activité antioxydante exprimée sous forme de % et de CI50 : quercétine (a), L. aegyptiaca (b), E. abyssinica feuille (c), E. abyssinica écorce tige (d), D. condylocarpon feuille (e), D. condylocarpon écorce tige (f) et CI50 des extraits (g). ………………………………………… 59 Figure 20. a: la poudre de feuilles de L. cylindrica; b : la poudre des écorces de tiges de E. abyssinica; c : la poudre de feuilles de E. abyssinica; d : la poudre de feuilles de D. condylocarpon et e: la poudre des écorces de tiges de D. condylocarpon. ………………………… 63 Figure 21. Eléments macroscopiques de la poudre de feuilles de Luffa aegyptiaca Mill observés
dans la solution d’hydrate chloral. ………………………………………………………………………………. 64
Figure 22. Eléments microscopiques de la poudre de feuilles d’Erythrina abyssinica observés
dans la solution d’hydrate chloral. ………………………………………………………………………………. 64
Figure 23. Eléments microscopiques de la poudre des écorces de tiges d’Erythrina abyssinica
observés dans la solution d’hydrate chloral. …………………………………………………………………. 64
Figure 24. Eléments microscopiques de la poudre des feuilles de Diplorhynchus condylocarpon
observés dans la solution d’hydrate chloral. …………………………………………………………………. 65
Figure 25. Eléments microscopiques de la poudre des écorces de tige de Diplorhynchus
condylocarpon observés dans la solution d’hydrate chloral ……………………………………………. 65
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Tableau I-Quelques plantes rapportées comme antiulcéreuses en RDC 8
Tableau II-Noms vernaculaires de L. Aegyptiaca 11
Tableau III-Connaissances ethnobotaniques, phytochimiques et activités biologiques sur L. aegyptiaca 12
Tableau IV-Noms vernaculaires d’E. abyssinica 12
Tableau V-Connaissances ethnobotaniques sur E. abyssinica 13
Tableau VI-Connaissances phytochimiques et activités biologiques d’E. abyssinica 14
Tableau VII-Connaissances ethnobotaniques de D. condylocarpon (Müll. Arg.) Pichon (Apocynaceae) 15
Tableau VIII-Connaissances ethnobotaniques, phytochimiques et activités biologiques de D condylocarpon 15
Tableau IX-Evaluation d’activité antiulcéreuse in vitro 16
Tableau X-Méthodes d’évaluation d’activité antiulcéreuse in vivo 17
Tableau XI-Numéro herbier et coordonnées GPS des plantes récoltées 20
Tableau XII-Répartition des échantillons en groupe 24
Tableau XIII-Espèces rapportées comme antiulcéreuses à Lubumbashi 33
Tableau XIV-Caractéristiques sociodémographiques des PMT consultés 38
Tableau XV-Caractéristiques morphologiques, biologiques et phytogéographiques des plantes issues des PMT 40
Tableau XVI-Répartition des espèces en famille et appellation en langues locales 41
Tableau XVII-Recettes antiulcéreuses issues des plantes renseignées par les PMT 44
Tableau XVIII-Autres connaissances ethnomédicinales de plantes répertoriées 47
Tableau XIX-Autres pathologies traitées par les plantes sous-études 50
Tableau XX-Plantes communes aux deux enquêtes 52
Tableau XXI-Matière extractible, aspects et couleurs d’extraits 53
Tableau XXII-Observations macroscopiques et indice d’ulcère 55
Tableau XXIII-Résultat global du criblage phytochimique de 3 plantes réputées antiulcéreuses à Lubumbashi 60
Tableau XXIV-Contenu en polyphénol et flavonoïde totaux des extraits Luffa aegyptiaca, Erythrina abyssinica et Diplorhynchus condylocarpon 61
Tableau XXV-Examens visuels des poudres des plantes sélectionnées 62
Tableau XXVI- Paramètres Physico-Chimiques de 3 plantes 65
Tableau XXVII- Fluorescence en présence de certains réactifs et solvants 67
LISTE DES TABLEAUX
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SOMMAIRE
DEDICACE ………………………………………………………………………………………………………………… i AVANT-PROPOS ……………………………………………………………….. Erreur ! Signet non défini.
RESUME ………………………………………………………………………………………………………………….. iii
ABSTRACT ……………………………………………………………………………………………………………… iv
LISTE DES GIGURES ………………………………………………………………………………………………. vi
LISTE DES TABLEAUX ………………………………………………………………………………………….. vii
SOMMAIRE …………………………………………………………………………………………………………… viii
LISTE DES ABREVIATIONS …………………………………………………………………………………….. x
INTRODUCTION ………………………………………………………………………………………………………. 1
I. CONSIDERATIONS BIBLIOGRAPHIQUES ……………………………………………………………. 4
I.1. Ulcère gastroduodénal ……………………………………………………………………………………….. 4
I.1.1. Physiopathologie …………………………………………………………………………………………. 4
I.1.2. Aspects cliniques ………………………………………………………………………………………… 5
I.1.3. Etiologies …………………………………………………………………………………………………… 5
I.1.4. Diagnostic biologique ………………………………………………………………………………….. 6
I.1.5. Prise en charge médicale de l’ulcère gastroduodénal ……………………………………….. 6
I.1.6. Antiacides ………………………………………………………………………………………………….. 7
I.2. Plantes antiulcéreuses en RDC ……………………………………………………………………………. 8
I.3. Connaissances sur Luffa aegyptiaca, Erythrina abyssinica et de Diplorhynchus
condylocarpon ………………………………………………………………………………………………………. 11
I.3.1. Luffa aegyptiaca Mill (Cucurbitaceae) …………………………………………………………. 11
I.3.2. Erythrina abyssinica Lam. Ex DC (Fabaceae) ………………………………………………. 12
I.3.3. Diplorhynchus condylocarpon (Müll.Arg.)Pichon (Apocynaceae) …………………… 14
I.4. Méthodes d’évaluations de l’activité antiulcéreuse ………………………………………………. 16
I.4.1. Méthodes d’évaluation d’activité antiulcéreuse in vitro ………………………………….. 16
I.4.1. Méthodes d’évaluation d’activité antiulcéreuse in vivo …………………………………… 17
II.TRAVAUX PERSONNELS …………………………………………………………………………………… 19
II.1. Cadre expérimental, matériel, méthodes et protocoles …………………………………………. 19
II.1.1. Cadre expérimental …………………………………………………………………………………… 19
II.1.2. Matériel végétal ……………………………………………………………………………………….. 20
II.1.3. Modèle animal …………………………………………………………………………………………. 20
II.1.4. Substrats et références ………………………………………………………………………………. 21
II.1.4.1. DPPH …………………………………………………………………………………………………… 21
II.1.5. Enquête ethnobotanique ……………………………………………………………………………. 22
II.1.6. Evaluation de l’activité antiulcéreuse ………………………………………………………….. 23
II.1.7. Evaluation de l’activité mitotique ……………………………………………………………….. 24
II.1.8. Evaluation de l’activité antioxydante ………………………………………………………….. 26
II.1.9. Criblage phytochimiques …………………………………………………………………………… 26
II.1.10. Tests physico-chimiques sur les drogues ……………………………………………………. 29
II.2. Résultat et Discussion ……………………………………………………………………………………… 33
II.2.1. Enquête ethnobotanique ……………………………………………………………………………. 33
II.2.2. Choix de Luffa aegyptiaca Erythrina abyssinica et Diplorhynchus condylocarpon
………………………………………………………………………………………………………………………… 52
II.2.3. Matière extractible, aspects et couleurs des extraits ………………………………………. 53
II.2.4. Activité antiulcéreuse ……………………………………………………………………………….. 53
II.2.5. Activité mitotique …………………………………………………………………………………….. 57
II.2 .6. Activité antioxydante ……………………………………………………………………………….. 58
II.2.7. Phytochimie réalisée sur Luffa aegyptiaca, Erythrina abyssinica et Diplorhynchus
condylocarpon …………………………………………………………………………………………………… 60
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II.2. 9. Paramètres physicochimiques des plantes sélectionnées ……………………………….. 62 CONCLUSION ………………………………………………………………………………………………………… 68
REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES ……………………………………………………………………… 68
ANNEXE I. QUESTIONNAIRE D’ENQUETE …………………………………………………………… 75
ANNEXE II. MATÉRIELS DE LABORATOIRE, APPAREILS, RÉACTIFS ET SOLVANTS
……………………………………………………………………………………………………………………………….. 76
I.1. Matériels et Appareils ………………………………………………………………………………………. 76
I.2. Réactifs et Solvants ……………………………………………………………………………………………… 76
ANNEXE III. PHOTOS DES HERBIERS …………………………………………………………………… 76
ANNEXE IV. RESULTATS D’ACIVITE ANTIOXYDANTE ………………………………………. 77
ANNEXE V. COURBES D’ÉTALONNAGE DE DOSAGE DE POLYPHÉNOLS ET DE
FLAVONOÏDES ………………………………………………………………………………………………………. 77
ANNEXE VI. CALCUL DE DOSES ………………………………………………………………………….. 77
LISTE DES ABREVIATIONS
A
Ac. A : Acide acétique
AC. ET : Acétate d’éthyle
AINS : Antiinflammatoires non
stéroïdiens
C
CI50 : Concentration inhibitrice à 50%
D
DiCoF : Diplorhynchus condylocarpon feuilles
DiCoT : Diplorhynchus condylocarpon
tiges
DPPH : Diphényl-picrylhydrazyl
E
EOA : Espèces Oxygénées Activées
ErAbF : Erythrina abyssinica feuilles
ErAbT : Erythrina abyssinica tiges
ET : Écorces de tiges EtOH : Ethanol
F
F : Feuilles
FT : Flavonoïdes totaux
G
GPS : Global Positionning Système
H
H.P : Helicobacter pylori
HC l : Acide chlorhydrique
I
INERA :
Agricole Institut national de Recherche
L
LR : Longueur de radicules
LuAeF : Luffa Aegyptiaca feuilles
M
MeOH : Méthanol
MT : Médecine Traditionnelle
N
NaCl : Chlorure de sodium
NaOH : Hydroxyde de sodium
P
PMT : Praticiens de la Médecine Traditionnelle
PT : Polyphénols totaux
PU : Partie utilisée
T
TG : Taux de germination
UDG : Ulcère Gastroduodénal
UNILU : Université de Lubumbashi
USc : Surface ulcérée de contrôle d’ulcération
USt : Surface ulcérée du test
UV : Ultra-violet
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INTRODUCTION
L’ulcère peptique est la maladie la plus courante du tractus gastro-intestinal. En effet, à travers le monde, environ 14,5 millions de personnes sont touchées par l’ulcère peptique avec 4,08 millions de décès par an (Kangwan et al., 2014 ; Junior et al., 2016). La pathologie résulte d’un déséquilibre entre les facteurs de défense et les facteurs d’agression où l’estomac (duodénum) est continuellement exposé à un large éventail de substances endogènes et exogènes entrainant des lésions épithéliales (Gadekar et al., 2010). Les facteurs d’agression endogènes connus comprennent l’acide chlorhydrique, la pepsine et les espèces réactives d’oxygène. Les agents exogènes sont notamment Helicobacter Pylori, une mauvaise alimentation, le stress et l’ingestion excessive d’antiinflammatoires non stéroïdiens. La prise en charge médicamenteuse repose notamment sur l’utilisation des inhibiteurs de la pompe à protons, des antihistaminiques H2, des producteurs de mucus et de l’anti H. pylori. Ces médicaments sont coûteux pour la plupart des habitants des pays en développement et présentent également un large éventail d’effets secondaires (Nesar et al., 2016) ; d’où la nécessité de trouver de nouveaux remèdes à la fois efficaces et accessibles s’avère nécessaire.
Dans la quête de nouveaux médicaments antiulcéreux, l’approche ethnobotanique est une alternative assez crédible et ce, pour deux raisons : d’une part, des habitudes socio-culturelles qui justifient un grand recours à la médecine traditionnelle dans le traitement de l’ulcère gastroduodénal et d’autre part, l’accessibilité physique et économique qu’ils offrent. En effet, 80 % de la population mondiale (Byeon et al., 2019) et particulièrement de l’Afrique subsaharienne (Wube et al., 2005; Koudouvo et al., 2011) recourent en première intention à la médecine traditionnelle pour se soigner de l’ulcère gastroduodénal, non seulement par conviction mais également puisqu’elle n’a pas accès aux soins de santé primaire. La médecine traditionnelle semble, offrir un service efficace à un coût raisonnable (Ahmad Khan & Ahmad,
2018 ; Dorcas et al., 2019) bien qu’il lui est souvent reproché l’absence des preuves d’efficacité, d’innocuité et de qualité de matières premières (Bashige, 2021).
Dans différents travaux rapportés par la littérature sur la recherche de nouveaux médicaments antiulcéreux à partir des plantes issues de la médecine traditionnelle africaine (Fundiko et al., 2017) ; Nonga et al., 2020 ; Ngunde et al., 2021), de groupes phytochimiques tels que des alcaloïdes, des flavonoïdes, des tanins, des anthocyanes, quinones ont été rapprochés de cette activité.
Le présent travail s’est intéressé à la lutte contre les ulcères gastroduodénaux en visant particulièrement à répertorier les plantes et recettes antiulcéreuses à Lubumbashi par voie documentaire et par interview directe. Elle vise également : (i) l’évaluation de l’activité
antiulcéreuse des espèces les plus significatives parmi celles répertoriées en utilisant le modèle
Cavia porcellus (Brzozowski et al., 1998) ; (ii) l’évaluation des activités mitotique (Ipefan & Ayinde, 2013) et activité antioxydante (Manzocco et al.,1998) pour comprendre des mécanismes probables des extraits actifs et, (iii) le criblage phytochimique (Longanga et al., 2000 ; Bashige et al., 2020) et physico-chimique (EMA, 2018) pour dresser le profil des drogues.
Cette dissertation qui rend compte des résultats obtenus au cours de cette étude réalisée entre décembre 2021 et Octobre 2022 est articulée autour de deux parties hormis l’introduction et la conclusion. Dans la première partie, nous passons en revue les données de la littérature sur l’ulcère gastroduodénal, les plantes réputées antiulcéreuses en République Démocratique du Congo (RDC), les modèles d’évaluation d’activité antiulcéreuse ainsi que les connaissances bibliographiques de plantes sélectionnées ; la deuxième partie, représente l’essentiel des résultats obtenus ainsi que la discussion y relative après avoir présenté la méthodologie suivie.
Ière Partie
REVUE DE LA LITTERATURE
I. REVUE DE LA LITTERATURE
Cette partie résume les différents éléments bibliographiques relatifs à l’ulcère gastroduodénal. Un aperçu sur des connaissances ethnobotanique, phytochimique, biologique des plantes étudiées ainsi que les méthodes utilisées pour évaluer l’activité antiulcéreuse sont à tour de rôles abordés.
Chapitre 1 : Ulcère gastroduodénal
I.1.1. Physiopathologie
L’ulcère est une perte de substance pariétale correspondant à une destruction localisée dans la muqueuse gastrique ou duodénal (Gimenez et al., 2000). Sur le plan physiologique, il existe chez le sujet sain un équilibre entre l’agression chlorhydropeptique (HCl, pepsine, gastrine) et la défense de la muqueuse gastrique (mucus, bicarbonates, flux sanguin muqueux, cytoprotection). Un déséquilibre de cette balance envers l’un des plateaux, l’augmentation de l’agression ou la diminution de la résistance de la muqueuse gastrique, pourront être responsables de l’apparition d’une ulcération. Ainsi, l’ulcère gastro-duodénal : UGD se produit quand les facteurs agressifs dominent les facteurs protecteurs (Aouamri, 2020).
Parmi les principales formes d’ulcères peptiques, il faut citer l’ulcère gastrique et l’ulcère duodénal qui sont, tous deux, des pathologies évolutives (Gimenez et coll., 2000). L’ulcère duodénal est localisé au niveau du bulbe duodénal. L’ulcère gastrique est localisé vers l’antre, plus précisément dans la région de transition entre le corps de l’estomac et l’antre. Il est favorisé par une diminution de la cytoprotection (Mustapha, 2011).
Figure 1-Localisation d’ulcères gastriques et d’ulcères duodénaux (Aoumari et al., 2020).
I.1.2. Aspects cliniques
Le symptôme le plus courant d’un ulcère est une douleur brûlante dans la partie supérieure de l’abdomen, entre le sternum et le nombril. La douleur peut durer de quelques minutes à plusieurs heures. Elle survient souvent entre les repas et peut vous réveiller. Les aliments ou les antiacides pourraient soulager temporairement cet inconfort. Les nausées, les vomissements, la perte d’appétit et la perte de poids sont des symptômes moins fréquents d’ulcères. Il existe trois principales complications des ulcères gastroduodénaux : l’hémorragie (saignement), la perforation et l’occlusion (Lau et al., 2011 ; Soreide et al., 2015).
I.1.3. Etiologies
L’ulcère gastroduodénal est une maladie très répandue associée à plusieurs facteurs comme l’Helicobacter pylori, le stress intense, les médicaments, la prédisposition génétique, la maladie de Crohn, la consommation excessive et régulière de l’alcool et le tabagisme (Lanas et al., 2017).
H. pylori est une bactérie Gram négatif, qui colonise la muqueuse de l’estomac et contribue à la formation de l’ulcère en sécrétant les toxines. Grâce à ses flagelles elle érode et creuse la muqueuse ce qui permet aux secrétions acides et pepsiques d’attaquer la muqueuse et d’autres couches de l’estomac. Elle fragilise la barrière muqueuse en causant la rupture des jonctions étanches entre les cellules épithéliales, ce qui rend la muqueuse fragile. Cette bactérie produit une enzyme, l’uréase qui transforme l’urée, un produit terminal du métabolisme des protéines en ammoniac (NH3) et en C02, or l’ammoniac est un tampon qui neutralise l’acide gastrique au voisinage de H. pylori (Sherwood, 2006). Cette enzyme est nécessaire au diagnostic d’H. Pylori ainsi qu’au suivi après traitement par une méthode invasive : endoscopique (Boeyaert, 2018). Les ulcères dus au stress sont ceux situés habituellement dans la grosse tubérosité gastrique. Un stress physiologique majeur provoque un déséquilibre au niveau des facteurs agressifs, qui favorisent l’ulcération (l’acide, la bille, l’urée) et des facteurs de défense qui assurent une protection contre l’ulcération, la barrière muqueuse et le débit sanguin au niveau des muqueuses, la sécrétion de mucosité, la régénération épithéliale et les prostaglandines (Carpenito, 1995 ; Berredi, 2006).
Les anti-inflammatoires non stéroïdiens (AINS), sont des médicaments symptomatiques prescrit pour leurs effets anti-inflammatoire, mais aussi antalgique et antipyrétique (Perlemuter et al., 2011). Cependant, cette classe de médicament présente un inconvénient majeur et des effets thérapeutiques indésirables liés à leur toxicité digestive et rénale (Benia et Amroune, 2006). Elles agissent en bloquant la production de molécules naturelles appelées prostaglandines (Driouche et Rabahi, 2017). Ces dernières sont des facteurs de protection de la muqueuse gastrique car elles permettent la sécrétion du mucus par cette même muqueuse (Oueldelhachemi, 2012). Il a été démontré que ces AINS provoquent des lésions gastriques allant de l’hémorragie jusqu’à l’érosion et l’ulcère et peuvent même aggraver des ulcères déjà présents (Benia et Amroune, 2006), d’autres provoquent des ulcérations superficielles en stimulant la sécrétion de l’acide. Ils fragilisent la couche de mucus protectrice, creusent et attaquent la paroi de l’estomac (aspirine). Il existe aussi des conditions et certains facteurs étiologiques tels que les facteurs nutritionnels (malnutrition), héréditaires, familiaux, génétiques, le tabac et l’alcool associés aux UGD (Bouarioua et al., 2007; Oueldelhachemi, 2012).
I.1.4. Diagnostic biologique
Le diagnostic de l’ulcère doit toujours être établi avant d’entreprendre tout traitement ; la fibroscopie est indispensable pour confirmer le diagnostic, préciser le siège de l’ulcère et affirmer sa bénignité grâce aux biopsies. Le test de confirmation de l’infection par l’H. Pylori doit également être établi (Balian, 2011).
La fibroscopie gastroduodénale est l’examen de choix pour le diagnostic de l’ulcère gastroduodénal. Il s’agit de la technique la plus sensible et la plus spécifique pour le diagnostic et la surveillance de la maladie ulcéreuse pour rechercher les lésions associées à H. pylori (Duché, 1992 ; Besnard et al., 2000). Cependant, plusieurs autres techniques existent. Ce sont notamment le diagnostic direct (Test à uréase, Examen histologique, Technique d’amplification génique), diagnostic indirect (Sérologie, Détection d’AC et d’AG) ainsi que la radiologie.
(Karidia et al., 2015; Bentaher, 2017).
I.1.5. Prise en charge médicale de l’ulcère gastroduodénal
Le traitement médical vise à calmer les douleurs, à cicatriser l’ulcération en agissant sur la réduction du pouvoir agressif de la sécrétion acide et le renforcement de la défense de la muqueuse. L’efficacité du traitement médical se juge sur la disparition des symptômes, sur la baisse de la consommation d’antiacides, sur la vitesse de cicatrisation appréciée par une éventuelle endoscopie de contrôle, sur l’éradication de H. pylori et l’absence de rechutes spontanées après arrêt du traitement (Thierry et al., 2008).
Trois classes de médicaments sont le plus souvent prescrites pour le traitement de la maladie ulcéreuse. Il s’agit notamment des anti-sécrétoires qui inhibent l’effet agresseur chlorhydropeptique, les protecteurs de la muqueuse qui ont pour rôle d’augmenter sa résistance (Benia et Amroune, 2006) et les antibiotiques qui visent à éradiquer Helicobacter pylori. (Thierry et al., 2008).
Anti sécrétoires
Inhibiteurs de la pompe à proton
Lansoprazole 5 Analogues de prostaglandines et Sucralfate
Sucralfate 8
Oméprazole 6
Anti helicobacter pylori
Nizatidine 3
Métronidazole 9 Clarithromycine 10 Amoxicilline 11
Figure 2-Classe thérapeutique d’ulcère gastroduodénal
I.1.6. Antiacides
Les antiacides sont généralement prescrits dans le traitement symptomatique des douleurs de la maladie ulcéreuse évolutive en association avec un anti sécrétoire, bien que leur effet ne soit pas clairement démontré. Dans ce but, ils doivent être pris après le repas, et éventuellement au moment des doleurs, la durée de leur prescription se limite à la seule période douloureuse
(Salwa, 2012). Ils ne sont utilisés que comme traitement d’appoint, ils sont indiqués pour le traitement symptomatique des manifestations douloureuses œsogastroduodénale. Ils ont une efficacité brève et suivie d’un rebond d’acidité (Ibtissem, 2009). Les antiacides réagissent avec l’HCl pour former des chlorures, de l’eau et du CO2 neutralisent l’HCl par réaction chimique suivantes :
Chapitre 2. Plantes antiulcéreuses en RDC
L’accès aux soins de médecine conventionnelle, reste un problème majeur en République Démocratique du Congo (RD Congo). Les multiples barrières qui y fondent obstacles vont du faible pouvoir d’achat de la population, à l’inaccessibilité géographique des centres médicaux, particulièrement en milieu rural, en passant par la dégradation des infrastructures sanitaires et de la qualité des soins dispensés (Mutombo, 2022).
Confrontée à ces obstacles, la majorité de la population se tourne vers la médecine traditionnelle (MT). Celle-ci se rapporte aux pratiques, méthodes, savoirs et croyances en matière de santé qui impliquent l’usage à des fins médicales de plantes, de parties d’animaux et de minéraux, de thérapies spirituelles, de techniques et d’exercices manuels-séparément ou en association pour soigner, diagnostiquer et prévenir les maladies ou préserver la santé (Guedje et al., 2012) En RDC, comme dans la plupart des pays en voie de développement, la médecine traditionnelle est essentiellement dominée par le recourt aux ressources végétales pour faire face aux problèmes de santé comme les ulcères gastroduodénaux.
Nous reprenons dans le tableau I quelques plantes rapportées antiulcéreuses en médecine traditionnelle Congolaise par la littérature accessible.
Tableau I-Quelques plantes rapportées comme antiulcéreuses en RDC
N° Espèces Noms vernaculaire PU Préparation Source
1 Acacia polycantha Wild. (Fabaceae) Munga (luba) R Décoction Nonga et al., 2020
2 Afromomum angustifolia (Sonn.) K. Schum (Zangiberaceae) Singi F Décoction
Ngunde et al., 2021
3 Albelmoschus esculentus (L.) Moench (Malvaceae) Nvene, Dongodongo Fr Mastication Ngunde et al., 2021
4 Alstonia congensis Engl. (Apocynaceae) Okulu ET Macération Lusakibanza, 2012
5 Anisopapus chnensis Hook. & Arn. (Asteraceae) Kasol-sol PE Décoction Lusakibanza, 2012
6 Annona senegalensins Press. (Annonaceae) Mulolo (luba, bemba) R Décoction Nonga et al., 2020 ; Ngunde et al., 2021
7 Antidesma venosum E. mey. Ex. TM(Euphorbiaceae) Kifubia F Infusion Mbuyi et al., 2019
8 Baphia bequaertii De Wild (Fabaceae) Tshitshitshi R Décoction Nonga et al., 2020
N° Espèces Noms vernaculaire PU Préparation Source
9 Bogounia madagascariensis (Desv) JH Kirkbr.& Wiersema (Fabaceae) Mpampi (swahili) R Macération Nonga et al., 2020
10 Carica papaya L. (Caricaceae) Kipapayi (swahili, luba) R Décoction Mbuyi et al., 2019 Nonga et al., 2020
11 Coleus kilimandschan Gurke ex English. (Lamiaceae) R Décoction Mbuyi et al., 2019
12 Coryza sumatrensis (Compositae) Butakayula, (Mashi) F Infusion Fundiko et al., 2017
13 Crossopteryx februfuga (Afz. Ex G. Don) Benth. (Ruubiaceae) Mutotshi (luba) R Décoction Nonga et al., 2020
14 Cymbopogon densiflorus (Steud) Staff (Poaceae) Musanga sanga T, F Décoction Lusakibanza, 2012
15 Diplorhynchus condylocarpon
(Mull.Arg) Pichon (Apocynaceae) Mbubu (luba) R Décoction Nonga et al., 2020
16 Harugana madagascariensis Lam. Ex Poir. (Hypericaeae) Mutunu, ntunu, ET Décoction Lusakibanza, 2012
17 Hibiscus esculentus L ; (Malvaceae) Mulenda (swahili) Fr Macération Nonga et al., 2020
18 Hibiscus rose-sinensis L. (Malvaceae) Mulenda near midi (swahili) Fr Macération Nonga et al., 2020
19 Jatropha curcas L. (Euphorbiaceae) Kapulayi (tshiluba) F Macération Mbuyi et al., 2019
20 Luffa cylindica Mill. (Cucurbitaceae) Kikendambaya (luba) R Macération Nonga et al., 2020
21 Maigifera indica L. (Anacardiaceae) Hembe ET Macération Nonga et al., 2020
22 Millettia eetveldeana (Leguminosaceae) Mbwengi Gr Macération Ngunde et al., 2021
23 Musa acuminata Dwarf Cavendish. (Musaceae) Banana Fr Macération Nonga et al., 2020
24 Myrianthus arboreus P. Beauv. (Urticaceae) Ngbolo F Décoction Ngunde et al., 2021
25 Ocimum basilicum L. (Lamiaceae) Lulumba F Macération Ngunde et al., 2021
26 Pentaclethra macrophylla (Leguminosae) Mpanza (Kikongo) ET Décoction Fundiko et al., 2017
27 Phyllanthus muellerianus (kuntze) Exell. (Phyllantaceae) Mulembalemba
(luba) R Décoction Nonga et al., 2020)
28 Ananas comosus (L.) Merr. (Bromaliaceae) Ananas (fracais) Fr Infusion Nonga et al., 2020
29 Quassia africana (Simarubaceae) R Macération Fundiko et al., 2017
30 Sacrocephalus latifolius (Rubiaceae) Ntymbinseke (kikongo) R Macération Fundiko et al., 2017
31 Spathodea campanulata P.Beauv. (Bignoniaceae) Mumbalembale (Mashi) ET Décoction Fundiko et al., 2017
32 Trema orientalis (Cannabaceae) Nyabwifomeke
(Mashi), Pesu
(lingala) ET Décoction Fundiko et al., 2017
32 plantes sont rapportées dans les publications en ligne comme taxons à usage antiulcéreux. Ces espèces végétales appartiennent à 23 familles dont les Fabaceae et les Malvaceae occupent la première place avec 9 %. Apocynaceae, Euphorbiaceae, Lamiaceae, Compositae, Rubiaceae et Leguminosaceae viennent en 2e position avec une FCR de 6 % et le reste a 3 % de FRC chacune. Quatre organes sont couramment utilisés, où les écorces de racines (38 %) viennent en tête. Elles sont suivies de feuilles, des écorces de tiges et de fruits (19%). Le mode de préparation le plus sollicité est la décoction (50 %). Ces résultats sont en accord avec ceux de (Togola & Diarra, 2020). Cela pourrait se justifier par le fait que la décoction permet de recueillir le plus de principes actifs et atténue l’effet toxique de certaines recettes (Salhi et al., 2010 ; Togola & Diarra, 2020).
a
b c
Figure 3-Familles (a) ; partie utilisée (b) et mode de préparation (c).
Chapitre 3 : Luffa aegyptiaca, Erythrina abyssinica et de Diplorhynchus condylocarpon : revue
I.3.1. Luffa aegyptiaca Mill (Cucurbitaceae)
a b c
Figure 4-Feuilles (a), fruits (b) et fleurs (c) de Luffa aegyptiaca Mill. (Cucurbitaceae).
I.3.1.1. Taxonomie
Règne : Plantae – Classe : Equisetopsida-Sous classe : Mangoliidae – Ordre- : Cucurbitale –
Famille : Cucurbitaceae – Genre : Luffa – Espèce : Luffa aegyptiaca Mill 1768 (Source : INPN).
I.3.1.2. Noms vernaculaires
Tableau II-Noms vernaculaires de L. Aegyptiaca
Langue Appellation Source
Français Eponge de mer, Liane torchon INPN
Bush Madodoki rirarirana INPN
Anglais Loofah INPN
Luba (RDC) Kikendambaya Nonga et al., 2020
I.3.1.3. Synonyme
Cucurbita multiflora Sol. ex G.Forst, Luffa cylindrica M.Roem, Luffa insularum A. Gray, Momordica cylindrica L et Momordica luffa L.
I.3.1.4. Description botanique
Luffa aegyptiaca est une plante annuelle, grimpante d’une hauteur arrivant jusqu’à 6 m et une largeur de 0,8 m. les feuilles sont ovales, cordées, souvent plus larges que longues, palmées.
Les fleurs, qu’elles soient mâles ou femelles, sont d’une couleur jaune vive. Les fleurs femelles sont solitaires et les fruits sont cylindriques, arrondies avec un dense réseau vasculaire dans la paroi. Les graines sont de couleur noire si le fruit est mature et couleur blanc si le fruit est jaune et mesurent 0,5 à 1 cm de long. La Luffa est légèrement ailée (Partap et al., 2012).
I.3.1.5. Connaissances ethnobotaniques, phytochimiques et activités biologiques sur L. aegyptiaca
Tableau III-Connaissances ethnobotaniques, phytochimiques et activités biologiques sur L. aegyptiaca
PU Usage médicinale Activité biologique Phytochimie Source
F Furoncle RAS RAS Partap et al., 2012
F Sinusites RAS RAS Partap et al., 2012
Fr Fièvre RAS RAS Partap et al., 2012
Fr Syphilis RAS RAS Partap et al., 2012
Fr Lèpre RAS RAS Partap et al., 2012
Fr Constipation RAS RAS Partap et al., 2012
Fr Toux RAS RAS Partap et al., 2012
I.3.2. Erythrina abyssinica Lam. Ex DC (Fabaceae)
a b c
Figure 5-Erythrina abyssinica Lam. ex DC. (Fabaceae) : feuilles (a), fruits (b) et fleurs (c)
(Obakiro et al., 2021)
I.3.2.1. Taxonomie
Règne : Plantae, classe : Magnoliopsida, ordre : Fabales, famille : Fabaceae (légumineuses), sous-famille : Papilionoideae, genre : Érythrine (L.), et les espèces : abyssin (Lam ex. DC.).
(Al-Snafi et al., 2015).
I.3.2.2. Noms vernaculaires d’E. abyssinica
Tableau IV-Noms vernaculaires d’E. abyssinica
Noms vernaculaires
Cigohwa (Mashi) Source
Bashige, 2021
Kikiri (Kwamba) Ouganda Nyamukuru et al., 2017 ; Schuttz et al., 2021
Mulungu (Taïta) Kenya Orwa et al., 2009
Muhemi (Héhé) Tanzanie Ramathal et al., 2001
Umuko (Lunyarwanda) Ethiopie Orwa et al., 2009
Mutiti (Shona) Zimbabwe Komakech, 2018
Mulunku (Chokwe) Angola Novotna et al., 2020
Mulunguti, Mwale (Nyanja) Zambie Orwa et al., 2009
I.3.2.3. Synonymes
E. kassneri Baker, Corallodendr on suberifera (Welw. Ex Baker) Kuntze, E. bequaerti De Sauvage., E. tomentosa R. Br., Chirocalyx abyssinicus (Lam.) Hochst., et C. tomentosus Hochst. (Al-Snafi et al., 2015).
I.3.2.4. Description botanique
Erythrina abyssinique pousse comme un arbre ou un arbuste à feuilles caduques multibranches, jusqu’à une hauteur de 12 à 15 m de haut, généralement avec une couronne étalée arrondie et les branches ont une écorce liégeuse épaisse et profondément fissurée avec des aiguillons (4–8 mm de long), les feuilles sont trifoliées alternativement disposées avec un long pétiole (6–20 cm), les folioles peuvent être ovales, cordées et presque circulaires, arrondies à la base et obtuses ou entaillées à l’apex, avec une nervure en réseau, des poils denses généralement à la surface abaxiale et des aiguillons (Nasimolo et al., 2014) l’inflorescence est en grappe, dense, pyramidale, et soit terminale soit axiale avec un long pédoncule (jusqu’à 20 cm) et des bractées caduques. Les fleurs sont bisexuées et papilionacées ayant un calice densément poilu, cylindrique, fendu d’un côté, une corolle de couleur vive (orange à rouge) avec des pétales de carène libres, 10 soudées et une étamine libre, un carpelle avec un ovaire supérieur cylindrique oblong, un style long et une tête de stigmate plate (Nasimolo et al., 2014). Les fruits sont des gousses linéaires oblongues, de couleur brune à noire, généralement poilues, se déhiscent à deux valeurs pour libérer des graines ellipsoïdes, longues (6-12 mm) et rouge vif (Nasimolo et al., 2014) l’arbre est solidement ancré dans le sol par un système racinaire profond (Hines et Eckman, 1993).
I.3.2.5. Connaissances ethnobotaniques sur E. abyssinica
Tableau V-Connaissances ethnobotaniques sur E. abyssinica
Usages PU Préparation Pays Source
Paludismes R Décoction Tanzanie Omara, 2020
Fièvres F Décoction Tanzanie Omara, 2020
Tuberculose F Décoction Ouganda Tugume, 2016
Diabète sucré F Décoction Ouganda Shultz et al., 2020
Diabète sucré ET Décoction Ouganda Shultz et al., 2020
Anémie R Décoction Kenya Odongo et al., 2018
Jaunisse F Décoction Kenya Odongo et al., 2018
Carie dentaire R Macération RDC Bashige, 2021
I.3.2.6.Connaissances phytochimiques et activités biologiques sur E. abyssinica
Tableau VI-Connaissances phytochimiques et activités biologiques d’E. abyssinica
Groupe PU Molécule isolée Activités biologiques Source
Ptocarpane ET 8-Méthoxynéorauténo Antimicrobienne Yenesew, 2004
Flavonone ET Abyssinine III RAS Ichimaru et al., 1996
Flavonone ET Sigmoïdine A Antilipase Habtemariam et al., 2012
Triterpénoide ET Abyssaponine A Anticancéreuse Perez et al., 2015
Aurananol ET Hovétrichoside C RAS Perez et al., 2015
I.3.3. Diplorhynchus condylocarpon (Müll.Arg.)Pichon
(Apocynaceae)
a b
Figure 6-Diplorhynchus condylocarpon (Müll. Arg.) Pichon (Apocynaceae) : feuilles et fruit (A), fleurs (B), (Maroyi, 2021)
I.3.3.1. Taxonomie
Règne-Plantae, Division- Tracheophyta, classe-Magnoliopsida, Ordre- Gentianales, Famille- Apocynaceae -Genre : Diplorhynchus (GBIF).
I.3.3.2. Noms vernaculaires
Mbubu (luba) (RDC) (Nonga et al., 2020)
I.3.3.3. Synonymes
Aspidosperma condylocarpon Muell. Arg., D. angolensis Büttner, D. angustifolia Stapf, D. condylocarpon spp. D. condylocarpon ssp. mossambicensis var., D. poggei Schum., D. psilopus Welw. ex Fic. & Hiern, D. welwitschii Rolfe. (Leeuwenberg et al., 1985).
I.3.3.4. Description botanique
Diplorhynchus condylocarpon est un arbre de taille moyenne, généralement de 5 à 15 m de hauteur, à feuilles caduques, trapu, avec une cime bien ramifiée, arrondie et étalée; tronc court; écorce jaune chamois à l’état frais, sinon gris brun à brun crème, profondément cannelée, densément liégeuse et souvent épineuse; lorsqu’il est endommagé, l’arbre dégage une sève brune et gommeuse. Feuilles composées, trifoliolées, alternes; folioles presque aussi larges que longues, 5,515 x 614 cm, la foliole terminale étant la plus grande; folioles latérales plutôt plus petites que celle-ci, si 3 lobées alors obscurément, densément laineuses lorsqu’elles sont jeunes, perdant la plupart de ces poils à maturité; la nervure médiane et les nervures principales de la face inférieure portent souvent des piquants épars. Fleurs spectaculaires, en grappes fortes et robustes aux extrémités des rameaux, rouge orangé, jusqu’à 5 cm de long; calice joint pour former un tube, fendu le long de la surface inférieure presque jusqu’à la base et se séparant en longs lobes minces et distinctifs à l’apex; calice et pétale étendard frappant écarlate à rouge brique. Fruit : gousse ligneuse cylindrique, de 4 à 16 cm de long, profondément resserrée entre les graines, densément velue, de couleur marron clair, s’ouvrant pour libérer 1 à 10 graines rouges brillantes avec une tache gris noir (Orwa et al.2009).
I.3.3.5. Connaissances ethnobotaniques de Diplorhynchus condylocarpon
(Müll. Arg.) Pichon (Apocynaceae)
Tableau VII-Connaissances ethnobotaniques de D. condylocarpon (Müll. Arg.) Pichon (Apocynaceae)
Usages PU Préparation Pays Source
Anorexie R Infusion Malawi Bester, 2006
Helminthique R Décoction Tanzanie Lautenschlager et al., 2018
Aphrodisiaque R Décoction Tanzanie Luonga et al., 2000
Diabète R Décoction RDC Amuri et al., 2018
Infertilité R Décoction Zimbabwe Ruijter, 2008
I.3.3.6. Connaissances phytochimiques et activités biologiques de
Diplorhynchus condylocarpon (Müll. Arg.) Pichon (Apocynaceae)
Très peu de travaux sont rapportés dans la littérature sur D. condylocarpon (Tableau VIII).
Tableau VIII-Connaissances ethnobotaniques, phytochimiques et activités biologiques de D condylocarpon
Groupe phytochimique PU Molécule isolée Activités biologiques Source
Flavonoïdes, quinone, ET RAS RAS Nonga et al., 2020 tanins
Flavonoïdes, quinone, R RAS RAS Nonga et al., 2020 tanins
Chapitre 4 : Méthodes d’évaluations de l’activité antiulcéreuse
I.4.1. Méthodes d’évaluation d’activité antiulcéreuse in vitro
Les méthodes précliniques pour l’évaluation in vitro de l’agent antiulcéreux sont limitées. Les données de la littérature existantes exposent l’utilisation de l’indométacine comme principal agent de d’induction de l’ulcère et les médicaments testés sont évalués à l’aide de plusieurs dispositions biologiques.
Tableau IX-Evaluation d’activité antiulcéreuse in vitro
Préparation biologique Médicament Technique de l’inducteur Source
Cultures de cellules gastriques de rats (n=15)
Formulations de sucralfate, hydroxyde d’aluminium, saccharose octasulfate de potassium
heptahydraté et acide 5aminosalicylique Indométacine Jhonson, 1964
Cellules de la muqueuse gastrique de rats16 Sucralfate, Rébamipide, Cimétidine Indométacine Zheng et al., 1994
Cellules iPS humaines 17 Méloxicam, indométacine, kétoprofène, irsogladine, rébamipide Indométacine Goineau et Castagne, 2016
Cellules de la muqueuse gastrique de rats18 Rébamipide Dosage de la mucine 2 Kondo et al., 2018
Cellules de la muqueuse gastrique de lapin19 Léminoprazole Dosage de la mucine 2 Murakami et al., 1998
Cellules épithéliales gastriques de rat 20 Rebamipide sur la perméabilité paracellulaire des cellules
gastricepithéliales de rat
Indométacine Dosage de la mucine 2 Takahashi et Okabe, 1996
Les méthodes in vitro ont été rarement utilisées pour la recherche d’agents antiulcéreux et l’évaluation in vitro des médicaments antiulcéreux n’est guère utilisée car des résultats adéquats ne peuvent pas être obtenus en appliquant des essais en éprouvette (Arial et al., 1986).
De plus, il n’est pas facile de stimuler les cellules pour des observations qui doivent s’étaler sur une longue durée (Itoh et Noguchi, 2000).
I.4.1. Méthodes d’évaluation d’activité antiulcéreuse in vivo
Des modèles in vivo pour l’évaluation des agents antiulcéreux sont couramment utilisés. Divers modèles animaux ont été expérimentés comme les souris, les rats et les cobayes (Tableau X).
Tableau X-Méthodes d’évaluation d’activité antiulcéreuse in vivo
Agent cicatrisante Modèle animal Contrôle positif Dose des extraits % AUA Références
Cavia porcellus Oméprazole 1mL d’huile
essentielle 40,85 Eze et al., 2013
Histamine Cavia porcellus Oméprazole 1mL d’huile essentielle 50,60 Eze et al., 2013
Ethanol Rats Lansoprazole 125, 250, et 500 mg/kg 79 Pinto et al., 2014
Indométacine Rats Cimétidine 125, 250, et 500 mg/kg 85 Pinto et al., 2014
Acide acétique Rats Cimétidine 125, 250, et 500 mg/kg 73 Pinto et al., 2014
HCl 0,3M-Ethanol 60% Rats albinos Oméprazole 100, 200 et 400 mg/kg 69.59 Mostofa et al., 2017
Ethanol-HCl Carvia porcellus Ranitidine 100 mg/kg 72,92 Makelele et al., 2020
Aspirine Rats Oméprazole 400 et 800 mg/kg 43,71 Panda et Khambat, 2014
HCl Rats Ranitidine 300mg/kg 53,69 Malaraijan et al., 2008
Stress Rats Oméprazole 300mg/kg 95,3 Malaraijan et al., 2008
Les méthodes in vivo sont généralement appliquées, car la condition physique de l’être humain peut être imitée à l’aide de prototypes animaux distincts (Itoh et Noguchi, 2000). En raison de leurs similitudes anatomiques, physiologiques et génétiques avec les humains, les rongeurs comme les souris et les rats sont préférés parmi les différents modèles animaux. L’entretien et la manipulation des rongeurs sont faciles en raison de leur petite taille pratique (Gati et Guth, 1977). De plus, les souris partagent plus de 98 % de similitudes d’ADN avec les humains (Gati et Guth, 1977).
Des données accessibles en lignes sur ulcère peptique, ethnobotanique, phytochimique, pharmacologique et les différentes propriétés biologiques des espèces Diplorhynchus condylocarpon, Erythrina abyssinica et Luffa aegyptiaca ont été extraites de bases de données électroniques telles que Scopus, Pubmed, Science Direct, Google Scholar. L’ensemble de motsclés tels que « ulcère », « ethnobotanique », « médecine traditionnelle », « phytochimie », « ethnopharmacologie » ont été combinés avec ‘’Luffa aegyptiaca’’, ‘’Erythrina abyssinica’’,
Diplorhynchus condylocarpon’’ tout en utilisant les outils de recherche (ET, OU, OR, Virgule). Les articles récupérés ont été téléchargés et stockés. Le dépistage des articles récupérés ont d’abord été examinés en fonction des titres et des résumés pour leur pertinence par rapport à l’étude.
Outre, une recherche manuelle à partir des listes de référence, des articles éligibles sélectionnés et des mémoires et des thèses dans les bibliothèques des universités locales ont été consultés. La recherche bibliographique a rapporté au total 390 articles dont 74 répondaient aux critères d’inclusion et ont été examinés. Parmi ceux-ci, 23 articles ne portaient que sur l’ulcère gastroduodénal, 9 articles sur les plantes antiulcéreuses en RDC, 27 articles sur connaissances de Luffa aegyptiaca, Erythrina abyssinica et de Diplorhynchus condylocarpon et 15 articles sur les méthodes d’évaluations d’activité antiulcéreuse in vitro et in vivo (Figure 7).
Figure 7-Rapports sur le nombre d’articles et documents de 1989 à nos jours.
Il ressort de la figure 7 que les articles publiés de l’année 2010-2019 (45,9%) sont les plus pondérant que les autres années.
IIème Partie
EXPERIENCES PERSONNELLES
II.TRAVAUX PERSONNELS
Cette partie est consacrée aux travaux personnels réalisés dans le cadre de cette étude. Y sont exposés, le cadre expérimental, la méthodologie suivie ainsi que les résultats obtenus et la discussion résultante.
II.1. Cadre expérimental, matériel, méthodes et protocoles
II.1.1. Cadre expérimental
Cette étude a été réalisée dans la ville de Lubumbashi, chef-lieu de la province du HautKatanga, au Sud-Est de la RD Congo. Avec une superficie de 747 km², la ville de Lubumbashi est actuellement subdivisée en 7 communes et 44 quartiers (Figure 8).
Figure 8-Ville de Lubumbashi (Carte générée avec le logiciel QGis 3.12).
Le climat y est tropical avec une température moyenne annuelle de 22,4 °C et les précipitations moyennes de 512,7 mm3. Elle connait deux saisons dont la saison de pluie (de novembre à avril) est plus courte. La végétation caractéristique est dominée par la forêt Miyombo (Kasongo et al., 2017). Le choix de ce cadre se justifie non seulement par le fait qu’il était accessible aux chercheurs mais aussi par le fait qu’il permet de mettre en évidence l’originalité du travail étant donné qu’aucune étude antérieure abordant les mêmes aspects que le présent travail n’est rapportée dans ce cadre.
Au sein de ce cadre expérimental, plusieurs sites ont été sollicités lors de la réalisation des différentes activités. C’est le cas du laboratoire d’expérimentations animales et du laboratoire de chimie thérapeutique et d’analyse des substances naturelles, le laboratoire de pharmacognosie, les 7 communes de la ville de Lubumbashi et l’INERA Kipopo. Les 7 communes de la ville ont servi de cadre lors de la collecte des données ethnobotaniques auprès des personnes ressources (PR) ; le site de l’INERA Kipopo a servi de cadre non seulement pour la récolte de certaines espèces végétales mais aussi lors de l’identification scientifique de ces plantes à travers son herbarium.
Le laboratoire d’expérimentation animale, le laboratoire de chimie thérapeutique et analyse des substances naturelles et le laboratoire de pharmacognosie ont servi respectivement lors de l’évaluation de l’activité antiulcéreuse, mitotique, antioxydante et lors des essais chimiques, phytochimiques et physico-chimiques qui constituent le soubassement de la présente dissertation.
II.1.2. Matériel végétal
Le matériel végétal utilisé au cours de cette étude a été constitué des feuilles, des écorces de racines, des écorces de tige, des tiges, des écorces de racine, des parties aériennes ou la plante entière de différentes espèces inventoriées lors de l’enquête ethnobotanique.
Pour les trois espèces sélectionnées nous avons utilisé les feuilles (LuAeF) de Luffa aegyptiaca, les feuilles (DiCoF) et les écorces de tiges (DiCoT) de Diplorhynchus condylocarpon ainsi que les feuilles (ErAbF) et écorces de tiges (ErAbT) d’Erythrina abyssinica.
Ces plantes ont été récoltées en avril 2022, dans la ferme de l’INERA/Kipopo ou dans la brousse de Kalebuka et les coordonnées GPS ont été notées. Un herbier pour chacune des espèces a été constitué et déposé à l’herbarium de l’INERA/Kipopo où l’identité et le numéro des herbiers ont été confirmés et attribués par Dédé MBANGU (Tableau XI).
Tableau XI-Numéro herbier et coordonnées GPS des plantes récoltées
Espèces végétales N° d’herbier Latitude Longitude Altitude (m)
Luffa aegyptiaca KIP247475402 11°41’59,1644’’ E27°28’58,5372’’ –
Erythrina abyssinica KIP182210666 11°43’7,2372’’ E27°30’42,65532’’ 1206
Diplorhynchus condylocarpon KIP206811171 11°34’13,7424’’ E27°22’34,4334’’ 1267
II.1.3. Modèle animal
Cavia porcellus (cobayes ou cochon d’Inde) mâles âgés de neuf semaines et dont le poids moyen a été de 349,8 ± 57,2 g ont servi de modèle animal lors de l’évaluation de l’activité antiulcéreuse in vivo (Figure 9). Ces animaux ont été fournis par l’unité de détention d’animaux du département de Zootechnologie de la Faculté des Sciences Agronomiques de l’Université de Lubumbashi.
Cavia porcellus
Figure 9-Cavia porcellus dans les cages (photo prise à la Faculté de Sciences Pharmaceutiques
au laboratoire d’expérimentation animale par nous-même le 15 /10/2022).
II.1.4. Substrat et références
II.1.4.1. DPPH
Le DPPH (2,2-diphényl-1-picrylhydrazyl) est un radical libre stable possédant une délocalisation de l’électron libre sur la molécule. Cette délocalisation donne lieu à une coloration mauve en présence d’un donneur des radicaux hydrogènes. Ce substrat se réduit et sa coloration vire de mauve à jaunâtre (Popovic et al.,2009, reprit par Bashige et al., 2021). Le DPPH utilisé dans la présente étude a été fourni par Sigma Aldrich (1898-66-4, UK). Il a servi à l’évaluation de l’activité antioxydante des extraits (sous forme de l’évaluation du pouvoir anti radicalaire) selon la méthode décrite par Sanchez-Moreno et al. (1998). Cette substance a été préparée à 0,002 % (m/v ; solvant : Ethanol 95%). Elle est utilisée comme substrats des substances anti radicalaires dans plusieurs criblages phytochimiques (Popovic et al., 2009 ; Soare et al., 2012).
II.1.4.2. Référence aux témoins
Trois substances ont été utilisées comme contrôles positifs au cours de cette étude : l’oméprazole pour l’évaluation de l’activité antiulcéreuse, la colchicine pour l’activité mitotique et la quercétine pour l’activité antioxydante.
a b
Figure 10-Quercétine (a) et Colchicine (b)
L’oméprazole (6) est un benzimidazolé et chef de file des inhibiteurs de la pompe à protons. Son action antiulcéreuse consiste en une inactivation de l’échangeur H+/K+ ATPase (ou pompe à protons) qui a pour résultat une augmentation du pH gastrique. Cette molécule est utilisée comme contrôle positif dans les tests d’évaluation de l’activité antiulcéreuse dans les modèles animaux (Ebada et al., 2019 ; Sisay et al., 2021) comme dans la présente étude, aux doses de 20 mg/kg. L’oméprazole utilisé au cours de cette étude a été obtenu auprès de Sigma Aldrich et avait une pureté de 98 % (88546-55-8).
La colchicine est un alcaloïde extrait de colchique (Colchicum autumnale). Elle est indiquée contre la goutte. C’est un poison du fuseau chromatique, où elle inhibe la formation de microtubulines et entraine un blocage de la division cellulaire au stade de la métaphase. Dans des criblages antérieurs d’évaluation d’activité mitotique des plantes, la colchicine a été utilisée comme substance de référence (Haggarty et al., 2014 ; Mbayo et al., 2018).
La quercétine ou le quercétol est un composé organique de la famille des flavonoïdes, plus précisément du sous-groupe des flavonols. La quercétine hydratée (Sigma-aldrich : 337951, Suisse) a été utilisé comme contrôle positif dans la présente investigation, lors de l’évaluation de l’activité antioxydante. Dans les criblages antérieurs d’évaluation d’activité antioxydante des plantes, la quercétine (Okusa et al., 2007 ; Zouaria, 2012) a été utilisée comme contrôle positif.
II.1.5. Enquête ethnobotanique
II.1.5.1. Collectes de données ethnobotaniques
L’enquête ethnobotanique a été réalisée par interview directe à l’aide d’un questionnaire guide (annexe 1) reprenant les caractéristiques sociodémographiques des sujets enquêtés et les connaissances sur les plantes antiulcéreuses de Lubumbashi. Les informateurs ont été sélectionnés par boule de neige sur base d’indications des autres praticiens de la médecine traditionnelle de la région et/ou sur base des leurs affiches.
Les résultats de l’enquête ethnobotanique ont été confrontés aux données récoltées par voie documentaire à partir des travaux consultés dans les bibliothèques ci-après : bibliothèque centrale de l’UNILU, bibliothèque de l’ISP Lubumbashi, bibliothèque de l’école de santé publique de Lubumbashi, bibliothèque de la faculté des sciences de L’UNILU et de la Faculté des Sciences pharmaceutiques de l’UNILU. II.1.5.2. Critères de sélection des plantes
Trois critères ont permis de sélectionner D. condylocarpon, E. abyssinica et L. aegyptiaca parmi les 34 plantes issues de l’enquête ethnobotanique : l’appartenance concomitante dans les deux enquêtes, la fréquence de citations ou le facteur consensuel et l’absence des travaux antérieurs en rapport avec l’évaluation de l’activité antiulcéreuse.
II.1.5.3. Récolte, identification et traitement physique des échantillons
La récolte de plantes a été réalisée avec l’aide de la personne ressource ou d’un botaniste sur base d’informations des personnes ressources. L’identification de plantes a été faite en confrontation aux herbiers de l’herbarium de Kipopo. Les coordonnées GPS ont été prélevés et les herbiers ont été constitués pour chaque plante et déposés à l’herbarium INERA Kipopo afin de se rassurer de leur authenticité. Les drogues végétales ont été lavées à l’eau de robinet, séchées à la température ambiante et à l’abri de la lumière actinique. Après séchage, le matériel végétal a été broyé en poudre grossière à l’aide d’une broyeuse électrique, puis conditionné dans des emballages en sachet et conservé au frais avant toute manipulation.
II.1.6. Evaluation de l’activité antiulcéreuse
II.1.6.1. Obtention d’extraits
Les extraits hydro-éthanoliques ont été obtenus par macération pendant 24 heures de 500 g de poudre des drogues végétales dans 750 mL du mélange eau-éthanol (2÷8). Une filtration, puis un épuisement de la drogue par trois fois avec le même solvant organique ont permis de rentabiliser l’extraction. Tous les filtrats ont ensuite été réunis et concentrés entre 36 °C et 40 °C, sous pression réduite (130-180 mbar) à l’aide d’un évaporateur rotatif.
II.1.6.2. Induction de l’ulcère gastrique par le mélange HCl/Ethanol et traitement par les extraits.
L’activité antiulcéreuse a été évaluée en s’inspirant d’un protocole utilisé par Brzozowski et al. (1998) avec quelques modifications. Afin de tester l’effet gastro protecteur des extraits de D. condylocarpon, E. abyssinica et L. aegyptiaca sur de cobayes, des lésions gastriques ont été induites par un agent ulcérogène, constitué du mélange d’acide chlorhydrique à 3 % et d’éthanol à 60 % (50:50, v/v). Pour cela sept groupes de cobayes constitués de mâles équitablement distribués ont été formés : n=3 (Tableau XII). Ces dernières ont été privées de nourriture et d’eau 24 heures et 1 heure respectivement, précédant et suivant l’expérimentation. Les cobayes des différents groupes, ont été pesés et marqués avant l’administration intra gastrique des différents traitements. Le groupe contrôle négatif (CNeg) a reçu l’eau physiologique (NaCl 0,9 %), le groupe contrôle positif (CPos) a reçu l’Oméprazole (30 mg/kg), les groupes tests (LuAeF), (ErAbF), (ErAbT), (DiCoF) et (DiCoF) ont reçu l’extrait brut à des concentrations respectives de 250, 150, 150, 270 et 200 mg/kg. Une heure après les différents traitements, la solution HCl/Ethanol (10 mL/kg) a été administrée aux différents groupes de cobayes qui ont été sacrifiées 2 heures après par dislocation cervicale sous anesthésie au chloroforme.
Les estomacs ont été prélevés et ont ensuite subie une dissection ventro-médiane, puis la grande courbure a été ouverte, lavée avec une solution saline et enfin étalée sur un verre de montre pour mieux observer les lésions formées. Les observations ont été réalisées à l’œil nu et à l’aide d’une loupe binoculaire à un agrandissement de 0.8X et 2.5X. Les photographies ont été prises à l’aide d’un appareil numérique.
Tableau XII-Répartition des échantillons en groupe
Groupe Abréviation Dose
(mg/kg) 1 heure après
Contrôle négatif Cneg – NaCl (0,9 %) HCl-EtOH (1÷1)
Contrôle positif Cpos 30 Oméprazole HCl-EtOH (1÷1)
Groupe test 1 LuAeF 250 Feuilles de L. cylindrica HCl-EtOH (1÷1)
Groupe test 2 ErAbF 150 Feuilles d’E. abyssinica HCl-EtOH (1÷1)
Groupe test 3 ErAbT 150 Ecorces de tige d’E. abyssinica HCl-EtOH (1÷1)
Groupe test 4 DiCoF 270 Feuilles de D. condylocarpon HCl-EtOH (1÷1)
Groupe test 5 DiCoF 200 Ecorces de tige D. condylocarpon HCl-EtOH (1÷1)
II.1.6.3. Expression de l’activité antiulcéreuse
Deux modes ont été utilisées pour évaluer l’action inhibitrice de l’extrait en étude sur l’ulcère provoqué chez les cobayes : la méthode des scores et la méthode de surface d’ulcération. Pour le mode des scores d’ulcération (Panda et Khambat, 2014), le degré de lésions gastriques a été organisé en scores, obtenus par observations macroscopiques suivant l’échelle ci-après: (i) 0 pour une coloration normale de l’estomac, (ii) 0,5 pour une muqueuse rouge, (iii) 1 pour une présence de taches ulcéreuses appelées pétéchies ; (iv) 1,5 pour la présence de stries hémorragiques, (v) 2 pour la présence d’ulcère vrai et (vi) 3 pour la présence de perforations. La moyenne des scores d’ulcération de chaque souris, constitue l’index d’ulcération (IU).
Pour le mode des surfaces d’ulcérations (Zakaria et al., 2011), la surface des lésions gastriques ainsi que la surface totale de chaque estomac a été mesurée à l’aide d’une latte métallique. Les résultats obtenus nous ont permis de calculer deux paramètres différents : le % d’ulcération (U) et le % d’anti-ulcération (IU). Le pourcentage d’ulcération a été calculé par la formule suivante
: % d’ulcération = (surface totales des lésions / surface totale de l’estomac) *100. Le pourcentage de protection ou d’inhibition de l’ulcère pour chaque groupe traité a été calculé selon la formule suivante : % Inhibition = ((USc – Ust) / USc) x 100 avec USc: Surface ulcérée du contrôle d’ulcération et USt: Surface ulcérée du test.
II.1.7. Evaluation de l’activité mitotique
Nous avons cherché à comprendre si les extraits présentant une activité antiulcéreuse n’auraient pas la capacité de favoriser la croissance ou la prolifération cellulaire, ce qui pourrait justifier un de leur mode d’action sur les ulcères. Pour ce faire, nous avons utilisé la méthode de bioessai de paillasse. La méthode de bioessai de paillasse (Phytotest) décrite par Ikpefan & Ayinde,
(2013) exploite le test de germination sur les graines de Glycine max (Soja). Ainsi, l’effet activateur d’extraits sur la germination des graines et la croissance de radicule ont été mis en profit (Benamar, 2009 ; Balakrishnan, 2014 ; Chinedu et al., 2016). Les paramètres évalués dans le cadre de notre étude sont le taux germination (TG) et la longueur des radicules de graines germées : LR (Benamar, 2009 ; Ali et al., 2015; Moţ et al., 2019).
Tout comme les cellules ulcérées, les cellules méristématiques des graines en germination présentent également un taux de prolifération élevé au niveau de la zone subapicale, dans des conditions favorables de croissance (Benamar, 2009 ; Ikpefan & Ayinde, 2013). Ceci justifie l’adoption de cette procédure pour cette étude.
Un simple test de viabilité des graines a été préalablement réalisé en mettant les graines dans l’eau distillée pendant quelques minutes. La viabilité de graines est déterminée par leur capacité de rester submergées dans l’eau. Les graines viables ont été lavées avec l’éthanol à 95 % pour la stérilisation pendant 5 minutes et finalement rincées avec de l’eau distillée avant d’être utilisées (Ikpefan & Ayinde, 2013).
Trois groupes d’échantillons ont été soumis à l’expérimentation : (i) le groupe de contrôle de normalité groupe dans lequel les graines ont été traitées avec de l’eau distillée. Ce contrôle est utilisé pour établir l’absence d’effet mesurable relié aux conditions de base du test de germination des graines et de la croissance des radicules ; (ii) le groupe de témoin positif, dans lequel les graines ont été traitées avec une substance antigerminative de référence et antimitotique, pour vérifier l’influence de l’effet inhibiteur de cette substance sur la germination des graines et sur la croissance des radicules ; (iii) le groupe test, dans lequel les graines ont été traitées avec l’extrait de la plante à l’étude en vue d’évaluer son effet inhibiteur ou activateur sur la germination et sur la croissance des radicules.
, avec TG= Taux de Germination ;
L’effet activateur des extraits est établi en comparant les groupes tests au groupe témoin positif. L’activité mitotique ou proliférative a été réalisée en deux paliers. Le premier a permis d’estimer les taux de germination de graines in vitro (effet anti germinatif). Le second a permis d’évaluer le taux croissance des radicules de graines préalablement germées et triées. La croissance de radicule de graines constitue le paramètre déterminant de l’activité mitotique étant donné que la division et l’expansion cellulaires chez les végétaux constituent les deux processus essentiels de la croissance de la plantule (Moulari et al., 2006; Iordăchescu et al., 2020).
Pour l’évaluation de taux de germination, 20 graines viables et stérilisées de Glycine max ont été placées dans les boites de pétri et de l’autre part, évaluation de la longueur de radicule, 20 graines préalablement germées avec des longueurs radicules (LR) variant entre 1,5
Cm et 2,0 Cm ont été aussi placées dans les boites de pétri. Dix mL d’extraits préparés à une concentration mère 1 mg/mL, suivi de 4 dilutions d’ordre 2 (1 mg/mL ; 0,5 mg/mL ; 0,25 mg/mL ; 0,125 mg/mL et 0,0625 mg/mL) ont été placés dans ces boites de pétri de 9 cm de diamètre tapissées de deux couches de papier filtre. Toutes les boites ont été incubées dans un endroit clos à l’abri de la lumière, à une température ordinaire.
Le taux de germination de graines a été prélevé après chaque 24 heures après l’incubation pendant trois jours (soit 24 H, 48 H, et à 72 heures d’incubation). Alors que la longueur de radicule de graines n’a été mesurée qu’après 48 heures d’incubation et une différence de longueur de radicule avant l’incubation et après l’incubation a été dégagée. La germination a été considérée certaine si est seulement s’il y a apparition d’une saillie sur la graine accompagnée de la rupture du tégument de la graine.
II.1.8. Evaluation de l’activité antioxydante
L’évaluation de l’activité antioxydante a utilisé la méthode au DPPH telle que décrite par Manzocco et al. (1998) et reprise par Bashige (2021). C’est une méthode spectrophotométrique qui consiste à piéger le radical libre du DPPH par l’extrait à potentiel antioxydant puis à lire la quantité restante du DPPH et déduire le pouvoir anti radicalaire de l’extrait. Pour arriver à évaluer cette activité, 50 μL d’extrait ou de contrôle positif ont été préparés à différentes dilutions d’ordre 2 et mis en interaction avec 1950 μL de solution méthanolique de DPPH à 0,002 %. Après le mélange et l’incubation à l’obscurité pendant 30 minutes, l’absorbance de la solution a été mesurée au spectrophotomètre à 520 nm. Les tests ont été effectués en triplicata.
La solution du DPPH à 0,002 % a été utilisée comme témoin négatif et le pourcentage d’activité antioxydante calculé en suivant la formule :
Où, Ab = absorbance mesurée en présence du témoin négatif ; Ae = absorbance mesurée en présence de l’extrait, I (%) = Pourcentage d’inhibition.
II.1.9. Criblage phytochimique
II.1.9.1. Identification des groupes phytochimiques en solution
Le criblage phytochimique a été réalisé grâce aux réactions classiques en solution. Elles sont basées sur la coloration, la précipitation ou la formation des mousses. Elles sont décrites par Longanga et al. (2000) et reprises par Bashige et al., (2020).
La mise en évidence des alcaloïdes a consisté à les précipiter à l’aide de six réactifs de précipitation. Pour cela, 1g de poudre de matière végétale sèche a été macéré dans 10 mL de méthanol à température ambiante pendant 24 heures puis à l’étuve à 50 °C pendant 4 heures. La solution obtenue a été filtrée puis le marc lavé trois fois avec des portions de méthanol chaud. Le filtrat a été évaporé à sec à l’étuve à 50°C. Le résidu a été recueilli deux fois par 2 mL de solution chaude d’acide chlorhydrique 1 % (320331 Sigma aldrich, USA). La solution acide obtenue a été alcalinisée par l’ammoniac concentré (338818 Sigma-aldrich, UK) dans une ampoule à décanter (532-0007 VWR, Belgique) puis 15 mL de chloroforme (288306 Sigmaaldrich, USA) y ont été ajoutés et deux phases se sont formées. Après agitation et repos, les deux phases ont été reposées. Cette opération a été reprise trois fois. La phase organique a été évaporée à sec à l’air libre et le résidu obtenu repris par 0,5 mL de chloroforme et transféré dans un tube à essais auquel on a ajouté 0,5 mL de HCl 1 %. Les alcaloïdes ayant été protonés sont supposés se trouver dans la phase aqueuse. Celle-ci, qui est au-dessus a été prélevée à l’aide d’une pipette Pasteur. Six gouttes ont été déposées sur une lame porte-objet. Chacune de ces gouttes a été traitée par chacun des six réactifs de précipitations notamment Dragendorff, Mayer, Hager, Wagner, Bertrand et Sonnenschein. La présence d’alcaloïdes n’a été considérée comme certaine que si chacun des six réactifs donne un précipité. La méthode permet de détecter jusqu’à des teneurs d’alcaloïdes inférieures à 0,01 % sur une prise d’échantillon de 1g. Les flavonoïdes ont été mis en évidence par la réaction de Shinoda où 5 g du matériel végétal placés dans un erlenmeyer ont été infusés dans 50 mL d’eau distillée pendant 30 minutes. Après filtration, 5 mL de filtrat ont été traités par le réactif de Shinoda puis y ont été ajoutés successivement 5 mL d’eau distillée, 5 mL de HCl concentré, quelques gouttes d’alcool isoamylique et 0,5 g de copeaux de magnésium. La coloration rouge-orangé (flavone), rouge ou rouge violet (flavonones), rouge cerise (flavonol) apparaissant dans la couche surnageant signe une réaction positive en flavonoïdes. De même, la réaction effectuée pendant deux minutes au bain-marie en l’absence de copeaux de magnésium permet la caractérisation des anthocyanes lorsqu’apparaît une coloration rouge.
Les hétérosides cyanogènes ont été identifiés comme suit : 5 g de poudre végétale ont été placés dans un erlenmeyer avec 10 mL d’eau distillée. Le récipient a été fermé avec un bouchon auquel a été fixée une bandelette de papier picrosodé légèrement humectée d’eau et le contenu a été légèrement chauffé. Le papier picrosodé jaune a viré à l’orange ou au rouge si l’extrait végétal avait libéré de l’acide cyanhydrique.
Les quinones ont été identifiées par macération de 5g de matériel végétal en poudre pendant 24 heures dans l’éther de pétrole. Après filtration, 10 mL de filtrat éthéré ont été traités par 5 mL de NaOH 1 %. L’apparition d’une coloration rouge violacée dans la phase aqueuse a indiqué la présence de quinones libres et celle jaune ou orange les quinones liées.
Les saponines ont été identifiées comme suit : Dans un erlenmeyer contenant 10 g de matériel végétal broyé grossièrement, on a ajouté 100 mL d’eau distillée pour réaliser une décoction pendant 30 minutes. La solution a ensuite été filtrée après refroidissement. 15 mL des décoctés ont alors été introduits dans un tube à essai de 16 mm de diamètre et 160 mm de hauteur. Le contenu du tube a été agité hermétiquement pendant une minute. Après agitation, on a laissé reposer la solution pendant 10 minutes et on a mesuré la hauteur de la mousse.
Les stéroïdes et les terpénoïdes ont été identifiés comme suit : 5 g de matériel végétal ont été macérés pendant 24 heures dans l’éther de pétrole. Après filtration, le solvant a été évaporé à sec. Dans le résidu obtenu, on a ajouté successivement et en agitant, 2 mL de chloroforme, 0,5 mL d’anhydride acétique et trois gouttes d’acide sulfurique concentré. L’apparition des colorations mauve ou verte a indiqué la présence des stéroïdes. L’identification des terpénoïdes a suivi le même schéma que celle des stéroïdes. En plus du test utilisé pour la recherche des stéroïdes, quelques gouttes de réactif de Hirschson ont été ajoutées à 4 ou 5 mL de la solution acidifiée. La coloration jaune virant au rouge a indiqué la présence des terpénoïdes.
Les tanins ont été identifiés suivant le protocole ci-après : 5 g de matériel végétal ont été infusés dans 50 mL d’eau contenue dans un erlenmeyer pendant 30 minutes. 5 mL de l’infusé ont été prélevés et additionnés de 1 mL de chlorure ferrique 1 % (p/v). Le test a été considéré positif lorsqu’un précipité ou une coloration bleu-vert, bleu sombre ou verte apparaissait. 15 mL de réactif de Stiasny ont été ajoutés à 30 mL de l’infusé, le mélange a été porté au bain-marie à 90°C. L’apparition d’un précipité indiquait la présence des tanins catéchiques. La solution a ensuite été filtrée, le filtrat a été saturé d’acétate de sodium avant d’y ajouter quelques gouttes de chlorure ferrique. La formation d’un précipité dans ce cas a révélé la présence de tanins galliques.
II.1.9.2. Dosage des phénols totaux (PT)
La teneur en phénols totaux a été déterminée selon la méthode de Folin-Ciocalteu. Elle consiste à pipeter des aliquotes de 0,2, 0,4, 0,6, 0,8 et 1mL de solution standard de travail (Acide gallique à 50 µg/mL) dans la série de tubes à essai marqués respectivement S1, S2, S3, S4 et S5. Ensuite, prélevez 50 µL d’extrait phénolique de l’échantillon dans une série de tubes à essai. Effectuez les analyses en triple. Compléter le contenu de tous les tubes à essai à 1ml avec de l’eau distillée. Un autre tube à essai marqué « B » avec 1mL d’eau distillée sert de blanc. Ensuite, ajouter 0,5 mL de réactif de Folin-Ciocalteu (1N) dans chaque tube à essai, y compris le blanc. Mélanger et laissez reposer 5 min à température ambiante. Après cela, ajoutez 2,5 mL de carbonate de sodium à 5 % dans tous les tubes à essai, y compris le blanc. Mélanger à nouveau les tubes à essai et incuber dans l’obscurité à température ambiante pendant 40 min. Après l’incubation, l’absorbance de la couleur bleue développée contre le blanc de réactif est mesurée à 725 nm (Singleton et al., 1999).
Une courbe standard de l’acide gallique a été préalablement établie (y= 0,0011x +0,036 ; r2= 0,9921) et les résultats obtenus ont été exprimés en mg d’équivalent-acide gallique/g d’extrait sec (mg EAG/g).
II.1.9.3. Dosage des flavonoïdes totaux (FT)
La teneur en flavonoïdes totaux de chaque extrait de plante a été estimée selon Zhishen et al.
(1999). En effet, 1,0 mL de la solution aqueuse de l’extrait de chaque échantillon a été mélangé avec 4 mL d’eau distillée puis avec 0,30 mL d’une solution de NaNO2 10 %. Après 5 minutes de temps de contact, 0,30 mL d’une solution de AlCl3 10 % a été ajouté suivi de 2,0 mL d’une solution de NaOH 1%. Immédiatement, après avoir bien mélangé, l’absorbance a été mesurée à 510 nm par rapport au blanc. Une courbe standard de quercétine a été préalablement établie à partir d’une gamme de 5 solutions préparées par dilution d’ordre 2 allant de 0,1 à 1mg / mL (y = 0,0009x- 0,044 ; r2 = 0,9785) et les résultats obtenus ont été exprimés en mg d’équivalentquercétine/g d’extrait sec (mg EQ/g).
II.1.10. Tests physico-chimiques sur les drogues
Les protocoles ont été élaborés en accord avec WHO (1998) sur les éléments qui doivent être pris en compte pour le contrôle qualité des drogues végétales et suivant les directives European Medicines Agency : EMA dans ses directives d’acceptance d’une drogue végétale ou un médicament traditionnel (EMA, 2018). Les analyses ont porté tant sur la poudre que sur l’extrait.
II.1.10.1. Examens visuels sur la poudre
L’examen visuel a consisté en une observation minutieuse de la drogue pulvérisée des paramètres organoleptiques ci-après : texture, granulométrie, humidité apparente, couleur, odeur, saveur et hygroscopicité.
II.1.10.2. Matière sèche (MS) et perte à la dessiccation (PD)
La matière sèche est déterminée après dessiccation de chaque échantillon dans une étuve ventilée à 105 °C jusqu’à poids constant. La différence de poids correspond à la perte à la dessiccation et le résidu représente donc la teneur en matière sèche (AOAC, 1990).
Dans une capsule à fond plat d’un diamètre d’environ 50 mm et d’une hauteur d’environ 30 mm, pesez rapidement 0,50 g de la drogue sèche finement pulvérisée. Desséchez à l’étuve à 105 °C pendant 3 h. Laissez refroidir dans un dessiccateur sur du pentoxyde de diphosphore ou sur du gel de silice anhydre, puis pesez. Exprimez le résultat en % (Ph Eur, 2017).
PP = poids postérieur c’est-à-dire poids après séchage à l’étuve et PA= poids antérieur (poids avant le séchage).
II.1.10.3. Cendre Totale (CT)
Introduisez dans un creuset en porcelaine (Versey, UK) 1,00 g de drogue pulvérisée. Distribuez uniformément la prise d’essai à l’intérieur du creuset. Desséchez à l’étuve (Memmert, Allemagne) pendant 1 h entre 100 et 105 °C, puis incinérez dans un four à moufle (CWF 1030, UK) à une température de 600 ± 25 °C. (L’échantillon ne doit s’enflammer à aucun moment de l’opération) jusqu’à masse constante. Après chaque incinération, laissez refroidir le creuset au dessiccateur (Clifton, USA) puis peser à l’aide d’une balance analytique (Radwag AS 220/C/2, Allemagne). Calculer la teneur en cendre totale par la formule ci-après (Ph Eur, 2008) :
CT (%) : pourcentage de cendres totales, PA : poids après incinération, PV : poids du creuset vide et Pe : prise d’essai.
II.1.10.4. Cendre chlorhydrique (CC)
Dans le creuset, ajoutez 15 mL d’eau distillée et 10 ml d’acide chlorhydrique (Merck, Allemagne) au résidu obtenu lors de la détermination des cendres totales. Recouvrez le mélange d’un verre de montre (Merck, Allemagne). Faites bouillir doucement pendant 10 minutes et laissez refroidir. Filtrez le résidu sur un filtre sans cendres et laver à l’eau chaude jusqu’à ce que le filtrat soit neutre. Transférer le filtrat dans un creuset sec préalablement taré. Le creuset contenant le papier filtre est ensuite incinéré à l’étuve pendant 24 h, puis calciné pendant 6 h au four (CWF 1030, Pays-Bas) à la température de 600 °C. Après refroidissement dans un dessiccateur (Clifton, 1034, USA), le creuset contenant les cendres est repesé, puis la cendre chlorhydrique calculée (Ph Eur, 2008) :
CC (%) = pourcentage de cendres chlorhydrique et PA= poids antérieur (poids avant le séchage) ; PV : poids du creuset vide et Pe : prise d’essai. II.1.10.5. Indice de Gonflement (IG)
Dans une éprouvette graduée de 25 mL à bouchon rodé dont la graduation est divisée en 0,5 mL occupe une hauteur de 125 ± 5 mm, introduisez 1,0 g de drogue entière ou dans l’état de division prescrit dans la monographie. Humectez la drogue avec 1,0 mL d’alcool 90° et ajoutez 25 mL d’eau distillée. Bouchez l’éprouvette. Agitez énergiquement toutes les 10 min pendant 1 h. Laissez reposer pendant 3 h. 90 min après le début de l’essai, éliminez par rotation autour de l’axe vertical la plus grande partie de liquide retenu au niveau de la drogue et les particules de celle-ci flottant à la surface du liquide. Mesurez le volume occupé par la drogue, y compris le mucilage qui y adhère. Effectuez 3 essais simultanément. L’indice de gonflement est donné par la moyenne des 3 essais (Ph Eur, 2017).
II.1.10.6. Analyses de fluorescence
Une pincée de poudre fine a été placée sur une lame microscopique à la quelle lame nous avons ajouté 2 gouttes du réactif (solvant) fraichement préparé. Nous avons par la suite mélangé en inclinant doucement la lame et avons attendu quelques minutes. Nous avons placé la lame à l’intérieure d’une chambre UV et avons observé sous la lumière visible, à l’UV proche (254 nm), à l’UV lointain (365 nm) et avons noté les fluorescences. II.1.11. Analyses de données
Pour l’enquête ethnobotanique, les données collectées ont été enregistrées dans le tableur Excel version 2016. Trois indices ethnobotaniques ont été calculés afin d’apprécier les espèces significatives : La valeur usuelle (UV), d’index de fidélité (IF) et l’index de consensus (IC). La valeur usuelle (VU) a été déterminée par la formule VU = où ui est le nombre d’usages mentionnés par un informateur pour une plante (organe), Ni = nombre d’informateurs qui ont mentionné la plante. L’index consensuel sur la plante (organe) (IC) a été calculé par la formule : IC= où Np est le nombre de personnes qui ont cité la plante (organe) et N le nombre des personnes consultées dans l’étude. L’index de fidélité de la recette a été calculé par la formule IF = où nr = nombre des personnes qui ont cité la recette et Np le nombre des personnes qui
ont cité la plante.
En dehors des 3 index ethnobotaniques sus évoqués, la fréquence de citation relative (FCR) a également été déterminée. Elle a été calculée par la formule FCR avec n, le nombre d’occurrences du facteur examiné et N= nombre total de la population concernée. Ce facteur a été utilisé pour quantifier différents facteurs analysés dans cette étude à l’exception des facteurs qui ont été concernés par les index ethnobotaniques.
Dans cette étude, UV : permet d’évaluer l’importance médicinale d’une plante dans le milieu, IC : permet de dégager le niveau de consensus de la population sur l’usage d’une espèce dans la prise en charge de l’ulcère gastroduodénal ; IF : permet d’établir le niveau de fidélité qui se dégage au sein d’informateurs sur une recette antiulcéreuse.
Pour les autres expérimentations, en analyse univariée les résultats ont été exprimés sous forme d’effectif, de pourcentage, de moyenne ou de moyenne ± écart-type selon le cas. En analyse bivariée, la comparaison entre deux moyennes a été effectuée par le test de Student. Le seuil de signification a été fixé à 95 % et le seuil de décision à p ˂ 0,05.
II.2. Résultats et Discussion
Les résultats obtenus au cours de cette étude sont exposés en 7 sessions : l’enquête ethnobotanique, l’activité antiulcéreuse, l’activité mitotique, l’activité antioxydante, le criblage phytochimique, le dosage des polyphénols totaux et de flavonoïdes totaux et les essais physicochimiques. A chaque session, la présentation et la discussion sont faites successivement.
II.2.1. Enquête ethnobotanique
Les informations ethnobotaniques des plantes présumées antiulcéreuses sont présentées en deux groupes, les informations recueillies auprès des sources documentaires locales non publiées et les informations recueillies auprès des personnes ressources lors de l’enquête sur terrain.
II.2.1.1. Données collectées par voie documentaire à partir des travaux locaux non publiés
La revue des travaux locaux non publiés a été réalisée auprès de 11 sources. Elle a permis de répertorier 41 espèces végétales utilisées en médecine traditionnelle lushoise dans la prise en charge des ulcères.
L’index de consensus de leur usage comme antiulcéreux a varié entre 0,09 et 0,36. 10 espèces ont présenté un index consensuel ≥ 0,18. Il s’agit de : Bidens pilosa Bech. (Asteraceae), Jatropha curcas L. (Euphorbiaceae), Bridelia micrantha (Hochst.) Baill. (Euphorbiaceae), Moringa oleifera Lam (Moringaceae), Antidesma venosum E. Mey. ex Tul. (Euphorbiaceae), Bridelia atroviridis Müll.Arg. (Dipterocarpaceae), Cissus schmitzii Dewit (Vitaceae), Phyllanthus amarus Schumach & Thonn (Phyllanthaceae), Piliostigma thonningii (Schum.) Milne. Redh (Fabaceae), Tetradenia riparia (Hochst.) Codd : Lamiaceae (Tableau XIII).
Tableau XIII-Espèces rapportées comme antiulcéreuses à Lubumbashi
Espèces PU Noms
vernaculaires Mode de
Préparation
Macération IC
Source x Réf. Activité antiulcéreuse
Acacia polycantha Willd (Fabaceae) F Ribabomlwa (bemba) 0,09 Bashige et al, 2015 RAS
Afromomum laurentii
(De Wild &T, Durand)
K. Schum
(Zingiberaceae) F Bitakumwira,
(mashi),
Ntungulu (rega) Macération 0,09 Bashige et al, 2015 RAS
Albizia antunesiana Harm (Fabaceae) F Musase (Luba) Décoction 0,09 Kasongo, 2021 RAS
Aloe vera (L.) Burm.f. (Aloeaceae)
F Bariba (tabwa) Décoction 0,09 Masengu, 2021 RAS
Ananas comosus (L.) Merr (Bromeliaceae) Fr Nanasi (swahili) Décoction 0,09 Kasongo, 2021 RAS
Annona senegalesins Pers. (Annonaceae) F Mulolo (hemba, Décoction 0,09 Kanangila, 2011 Konat et al., 2021
ET bemba), moebe
(swahili) Décoction 0,09 Kanangila, 2011 RAS
Antidesma venosum (Euphorbiaceae) ET Itompo ou
chibenda (bemba), itompo Décoction 0,18 Kanangila,
2011 ; Mbayo,
2013 RAS
Espèces PU Noms
vernaculaires Mode de
Préparation IC
(n=11) Source x Réf. Activité antiulcéreuse
(lala),
musambafwa
(bemba ou luba),
Azadirachta indica A. Juss (Meliaceae) ET Marumaru
(mashi), mwarubaini
(swahili), nfwama (sabwa) Décoction 0,09 Bashige, 2016 RAS
Bidens pilosa Bech. (Asteraceae) PE Nsokontwe, kashisha (swahili), selentwike (luba), kaanunka (bemba), kanuku
(lala),
kiamukanu
(kusu) Décoction 0,36 Kanangila, 2011 ; Bashige
et al, 2015
Mwamba,
2018 ; Masengu,
2021 Alvarez 1999 et al.,
Bridelia atroviridis (Dipterocarpaceae) ET Kilembalemba Infusion 0,18 Mbayo, 2013 ; RAS
ER (kaonde), Infusion 0,18 Kanangila, 2011
R
mukulushwa
(luba,
tabwa)kankuku
(luba), Infusion 0,18 Kanangila, 2011
Bridelia duvigneaudii (Euphorbiaceae) ET Mwindu Expression à froid 0,09 Mbayo, 2013 RAS
ER kikolokato (kikongo), kalambabwato (bemba) Expression à froid 0,09 Mbayo, 2013
Bridelia micrantha (Euphorbiaceae) F Mumwenameshi Expression à froid 0,27 Mbayo, 2013 ; RAS
ET (bemba), mukunku (rund), mlebezi (nyaja), mkarati (swahili), musanga
(tshiluba) Infusion 0,27 Mwamba, 2018 RAS
Carica papaya L. (Caricaceae) ER Ipapayi (mashi), mpapayi
(swahili),
ikipapayi (lamba, lala),
katapela
(bemba) Macération 0,09 Mbuyi, 2014 Ezike et al., 2009 ; (Pinto et al., 2014
Cassia sieberiana L. (Fabaceae) F Kandungandung a (tshiluba) et mungunga (hemba). Infusion 0,09 Mwamba, 2018 Nartey et al., 2012
Catharanthus roseus (L) G Don.
(Apocynaceae) R Vinka (swahili) Décoction 0,09 Bashige, 2016 RAS
Cissus schmitzii Dewit (Vitaceae) F Lenda (luba) Décoction 0,18 Bashige, 2016 ; Numbi, 2017 RAS
Dyplorhynchus condylacarpon.(Muell.
Arg.) pichon
(Apocynaceae) F Mbubu (Luba) Décoction 0,09 Masengu, 2021 RAS
Espèces PU Noms
vernaculaires Mode de
Préparation
Macération IC
Source x Réf. Activité antiulcéreuse
Ekebergia benguelensis Welw ex CDC (Meliaceae) R Mutuzya (mashi) 0,09 Bashige, 2016 RAS
Erythrina abyssinica Lam (Fabaceae) ET Cigoha (shi)
Kisunkwa
(bemba)
Kipishipishi
(luba) Macération 0,09 Masengu, 2021 RAS
Ficus sur Forssk (Moraceae) ET Mukuyu (Luba) Macération 0,09 Kasongo, 2021 RAS
Harungana madagascariensis Lam. ex Poir.
(Hypericaceae) F Mukuta (tabwa)
Kimpembe
(bemba) Infusion 0,09 Masengu, 2021 RAS
Ipomea pestigridis (Comvolvulaceae) F Kitshibi (luba), mulyanfubu (bemba), ilundu
mulondwakunuz
i Expression à froids 0,09 Kanangila, 2011 RAS
Jatropha curcas L. (Euphorbiaceae) ET Kapulayi (tshiluba),
ntondodimba (luba), mbono
(swahili), tshitondoma (bemba), mupulunga (kikongo), kilembelembe
(luba) Macération 0,36 Kahumba,
2000 ; Mbayo,
2013 ;
Bashige, 2016 ;
RAS
Luffa aegyptiaca Mull. (Cucurbitaceae) F Kikendambaya
(luba) Décoction 0,09 Kasongo, 2021 RAS
Manihot esculenta Crantz.
(Euphorbiaceae) F Muti wa lulundu (luba), muhoko
(swahili) Infusion 0,09 Mbayo, 2013 RAS
Moringa oleifera Lam (Moringaceae) F Muringa (mashi) Décoction 0,27 Bashige, 2016 ;
Mwamba, 2018,
Kasongo, 2021 RAS
Ocimum gratissimum L. (Rutaceae) ER Yembalubwitshi
(tshiluba), losobolo (swahili), tolumbalumba
(lingala) Décoction 0,09 Bashige, 2016 RAS
Phyllanthus amarus Schumach & Thonn
(Phyllanthaceae) F Kavudi (luba)
Macération 0,18 Mbayo, 2013 ; Kasongo, 2021 RAS
Phyllanthus muellerianus (kuntze) Exell. (Phyllanthaceae)
F Musambafwa ou mupetwalupe (bemba), luhanga, lulembalemba Infusion 0,09 Kasongo, 2021 RAS
Physalis angulata L. (Solanaceae) ER Mbuma, ifulesi (mashi), mbuma
(swahili), mbupuru
(nande) Décoction 0,09 Bashige, 2016 RAS
Piliostigma thonningii
(Schum.) Milne. Redh
(Fabaceae) ET Tshifumbe
(tshiluba), Décoction 0,18 Mbuyi, 2014 ; Bashige, 2016 RAS
Espèces PU Noms
vernaculaires Mode de
Préparation IC
(n=11) Source x Réf. Activité antiulcéreuse
kifumbe (bemba)
Pseudolachnostylis maprouineifolia (Euphorbiaceae)
ER Muselie, musangali, Décoction 0,09 Kanangila, 2011 RAS
ET musalya (bemba) Décoction 0,09 Kanangila, 2011 RAS
F mbulu (luba),
musala (tshokwe), Macération 0,09 Kanangila, 2011 RAS
Sapium ellipticum (Euphorbiaceae) ER Mutanta, nsenge ou
mukondokondo
(bemba)
Mpuluka
(kikongo) Décoction 0,09 Kahumba, 2000 RAS
Securidaca longepeduculata
Fresen
(Polygalanaceae)
ER mweyeye
(Swahili), konse-konse (bemba) Décoction 0,09 Numbi, 2017 RAS
Senecio cineraria (DC) (Asteraceae) ER Eseneshia, kalira (mashi) Décoction 0,09 Bashige, 2016 RAS
Spathodea campanulata Beauv. (Bignoniaceae) F Cifulafula
(mashi) et
musawe
(swahili, luba). Décoction 0,09 Mwamba, 2018 RAS
Strychnos spinosa Lam. (Logamiaceae) F Kisongole (Bemba) Macération 0,09 Kasongo, 2021 RAS
Tetradenia riparia
(Hochst.) Codd
(Lamiaceae) ER Mutuzo (bemba,
shi)
Décoction 0,18 Masengu, 2021 ; Kasongo, 2021 RAS
Thespesia garckeana F. Hoffm. (Malvaceae) ER Mukole (bemba, lala, lamba, luba) et makole (swahili). Décoction 0,09 Mwamba, 2018 RAS
Vachellia hochii (De
Wild.) Seigler &
Ebinger (Fabaceae) F Lungole (Luba) Infusion 0,09 Kasongo, 2021 RAS
Vernonia shirensis L. (Asteraceae) F Kilulukundja
(swahili),
kitumbutumbu
(luba), Macération 0,09 Mbuyi, 2014 RAS
Source x, Reference de l’activité cicatrisante évaluée ; IC : index de consensus, F : feuilles ; ET : écorces des tiges
; ER : écorces des racines ; Fr : fruit
Les 41 espèces végétales inventoriées par voie documentaire locale non publiée appartiennent à 25 familles où les Euphorbiaceae (17%), les Fabaceae (14%), les Asteraceae (7 %) et les Apocynaceae (7 %) occupent les 4 premières positions (Figure a). De ces 41 taxons découlent 49 recettes antiulcéreuses où la feuille (47%) suivie des écorces de racines (27 %) et des écorces de tige (22 %) constituent les 3 organes les plus sollicités sous 4 modes dominés par la décoction avec une fréquence de citations de 51 % (Figure 9 : a-c).
Ces 41 plantes sont nommées dans 10 langues parlées en RD Congo avec une dominance du
Luba-Kat : 49 %. Parmi ces plantes inventoriées, seules 10 % ont fait l’objet et ont montré une activité antiulcéreuse (Figure 9 : d et c).
Annonaceae
2%
Aloeaceae
2%
Zingiberaceae
2%
Phyllanthaceae 5%
Meliaceae
5%
Activité antiulcéreuse non évaluée
d. e.
Figure 11-Familles (a), organes utilisés (b), mode de préparation (c) plantes présumées antiulcéreuses issues des sources documentaires locales et FCR exprimée en %.
Suivant la fréquence de citation laquelle, dans le cadre de cette étude, traduit le consensus qu’il y a autour de l’usage antiulcéreuse de ces plantes, 4 taxons peuvent être mis en évidence, Bidens pilosa Bech. (Asteraceae), Jatropha curcas L. (Euphorbiaceae), Bridelia micrantha (Hochst.) Baill. (Euphorbiaceae), Moringa oleifera Lam (Moringaceae), ils ont un IC ≥ 0,27. Aucune étude accessible ne rapporte ni l’usage antiulcéreuse de ces plantes ni l’évaluation d’une activité antiulcéreuse.
II.2.1.2. Connaissances ethnobotanique obtenues auprès des praticiens de la médecine traditionnelle (PMT)
II.2.1.2.1. Caractéristiques sociodémographiques des PMT
Cette étude a également été effectuée auprès de 50 praticiens de la médecine traditionnelle de la ville de Lubumbashi entre Décembre 2021 et Janvier 2022. Ces PMT 50 ont l’âge moyen de 50 ± 14,1 ans (extrêmes : 22-85ans) et le sexe ratio H/F de 1,8. Ils ont une expérience moyenne de métier de 22 ± 12,8 ans (extrêmes : 3-50 ans) et plus de la moitié d’entre eux ont un niveau d’étude secondaire (68 %) et exercent principalement le métier de tradipraticiens (86%). Ils sont en majorité Luba du Katanga (Tableau XIV).
Tableau XIV-Caractéristiques sociodémographiques des PMT consultés
Classe Sous-classe Fi FCR%(n=50)
Age 18-28
28-38
38-48 3
9
9 6
18
18
48-58 13 26
>58 16 32
Sexe Homme
Femme 32
18 64
36
Expérience de métier 01 – 05
05 – 10
10 – 15
15 – 20 4
8
6
6 8
16
12
12
20 – 25 8 16
>25 18 36
Niveau d’études Aucun
Primaire
Secondaire 9
14
17 18
28
34
Supérieur 10 20
Professionnelle 0 0
Catégorie Féticheur
Guérisseur 4
3 8
6
Tradipraticien 43 86
Ethnie Bemba
Luba-Kas 6
9 12
18
Luba-Kat 27 54
Classe Sous-classe Fi FCR%(n=50)
Hemba 5 10
Sanga 2 4
Rund 1 2
Ei = effectif des informateurs, Fi=fréquence de citation, n=nombre total de PMT enquêtés, FCR : fréquence de citation relative.
Dans bon nombre d’études ethnobotaniques réalisées dans la ville de Lubumbashi et ses environs sur les plantes médicinales (Muya et al., 2014; Bashige et al., 2017; Amuri et al., 2018 ; Mbuyi et al., 2019), comme dans la présente étude, les hommes âgés de plus de 50 ans sont les plus rencontrés lors de l’enquête contrairement aux femmes (Tableau XIV). Cette situation a également été observée dans une enquête ethnobotanique effectuée au Mali (Dembélé et al., 2021). Selon Bakari et al. (2018), les hommes seraient les plus disposés à exercer la médecine traditionnelle, les femmes étant chargées des travaux ménagers et des soins des enfants. Pour Kalunga et al., 2014, cette situation serait due au fait que la plupart des tradipraticiens exploitent la médecine traditionnelle comme source principale des revenus, ce qui leur permet de s’occuper des besoins de leurs familles. En sus aux raisons évoquées, la prépondérance des hommes peut également se justifier par le fait que l’art de guérir est considéré comme un héritage familial. Or la plupart des ethnies des personnes ressources consultées au cours de cette étude sont du système patriarcal, où la femme est censée finir par appartenir à la famille de son époux d’où leur manque d’intérêt de transmettre leur savoir aux femmes évitant ainsi le risque d’une extériorisation potentiel de leur richesse familiale une fois la fille mariée.
Au cours de cette étude, les Luba-Kat ont été majoritaires parmi les sujets rencontrés comme praticiens de la médecine traditionnelle à Lubumbashi (Tableau XIV). Cela peut se justifier par leur prépondérance dans la province. Cette observation est similaire à celle qui a découlée des études ethnobotaniques antérieurement réalisées dans la région d’étude (Kahumba, 2000, Bakari, 2015, Bashige et al., 2017, Numbi, 2017, Maseho, 2018, Mutombo, 2021) et qui ont abordé la question de l’usage médicinal de plantes. En revanche, d’autres études dans le même milieu (Kanangila, 2011 ; Kalunga et al., 2014 ; Bashige et al., 2020) ont observé plutôt la prédominance des Bemba au détriment des Luba-Kat dans la pratique de la médecine traditionnelle dans la région. Etant donné que ces études ont été conduites pour des pathologies ciblées, cette disparité laisse penser que chaque peuple serait spécialisé dans la prise en charge d’un paquet des pathologies précises. Une étude plus approfondie de la question permettrait d’affiner cette hypothèse.
II.2.1.2.2. Caractéristiques morphologiques, biologiques et phytogéographiques des plantes issues des PMT
Les PMT ont permis de répertorier 34 espèces végétales lesquelles présentent 4 types morphologiques (arbuste, arbre, herbe et liane) où l’arbuste (48 %) est la morphologie dominante. Elles présentent également 4 types biologiques (McPh, MePh, NPh, Th) où le type McPh (51,4%) vient en première position suivis du type MePh : 28,6 % (Tableau XV).
Tableau XV-Caractéristiques morphologiques, biologiques et phytogéographiques des plantes issues des PMT
N° Espèces végétales TM TB TG Site
1 Abelmoschus esculentus Légume Th TA Kasapa
2 Albizia adianthifolia Arbuste McPh TA Kalebuka
3 Albizia antunesiana Arbuste McPh SA-TA Kalebuka
4 Annona senegalensis Arbuste McPh TA- MA Kalebuka
5 Antidesma venosum Arbre MePh TA-SA Kalebuka
6 Arachis hypogaea Arbuste McPh NA-SA-TA Kalebuka
7 Bidens pilosa Herbe Th TA Kasapa
8 Bobgunia madagascariensis Arbre McPh TA Kipopo
9 Carica papaya Arbre McPh TA Kasapa
10 Cassia sieberiana Arbuste McPh TA Kenya
11 Citrus limon Arbre McPh NA-SA-TA Kasapa
12 Cymbopogon densiflorus Herbe Th TA Kalebuka
13 Diplorhynchus condylocarpon Herbe Th NA-SA-TA Kipopo
14 Elaeis guineensis Arbre MePh MA-SA-TA Kasapa
15 Erigeron floribundus Herbe Th NA Kipopo
16 Erythrina abyssinica Arbuste McPh TA-SA Kalebuka
17 Ficus sur Arbuste McPh TA-SA Kalebuka
18 Harungana madagascariensis Arbuste McPh TA-SA Kipopo
19 Hymenocardia acida Arbre MePh TA Kalebuka
20 Jatropha curcas Arbre MePh MA-SA-TA Kalebuka
21 Kigelia africana Arbre MePh TA Kenya
22 Luffa aegyptiaca Liane MePh SA-TA Kenya
23 Mangifera indica Arbre MePh SA – TA Kasapa
24 Manihot esculenta Arbuste McPh MA-SA-TA Kasapa
25 Musa acuminata Arbuste McPh TA Kalebuka
26 Parinari curatellifolia Arbuste MePh TA Kenya
27 Persea americana Arbre MePh TA-SA-MA Kasapa
28 Phaseolus vulgaris Herbe MePh TA Kasapa
29 Phyllanthus muellerianus Herbe McPh TA Kalebuka
30 Psidium guajava Arbuste McPh MA – SA – TA Kasapa
31 Psorospermum febrifugum Arbuste McPh TA-SA Kipopo
32 Ricinus communis Arbuste McPh TA Kasapa
33 Senna occidentalis Arbre NPh MA-NA-SA Kenya
34 Vernonia amygdalina Arbuste McPh SA – TA Kenya
MePh : Mésophanérophytes, McPh : Microphanérophytes, NPh : Nanophanérophytes, Th : Thérophytes, TA : Afrique tropicale, SA : Afrique australe, MA : Madagascar, NA : Afrique du nord.
Comme dans la présente étude, une étude antérieure réalisée dans le Haut-Katanga sur les Euphorbiaceae utilisées comme anticancéreuses, a montré que les plantes de cette collection présentent 4 types morphologiques avec une prédominance du type McPh (Mbayo et al., 2016).
Il est donc possible que ce morphotype soit caractéristique des plantes médicinales du Katanga. Toutefois il faudrait une étude plus exhaustive pour assoir cette hypothèse dont la présente étude pose les prémices.
II.2.1.2.3. Appellations en langues locales des plantes issues des PMT
Les 34 espèces végétales recensées au cours de cette étude auprès des PMT comportent chacune au moins un synonyme et sont réparties en 33 genres issus de 22 familles dominées par les Fabaceae (20 %) suivis des Euphorbiaceae (11 %) et des Asteraceae : 9 % (Figure 10). Chacune de ces plantes porte au moins un des noms issus du bemba, du luba, du shi, du lala, du kikongo, du tabwa et du Luba-Kas (Tableau XVI) avec une forte prédominance d’appellations en Swahili (21%) et en luba-kat (15 %) (Figure 10 b).
Tableau XVI-Répartition des espèces en famille et appellation en langues locales
Espèces &Familles Synonymes Familles Noms vernaculaires Codes d’herbiers
Albizia andiantifolia (Schumach.) W. Wight Albizia fastigiata (E.Mey) Oliv. Mimosaceae Kapetazonvu (swahili, bemba) KIP566203954
Albizia antunesiana Harms Albizia Benth.
Besenna A. Rich Fabaceae Musase (bemba) KIP476691338
Annona senegalensis Pers. A. arenaria Thonn. Annonaceae Mulolo (hembe, bemba) KIP399919694
Antidesma venosum E.Mey. ex Tul. A.venosum f. glabrescens De wild. A. venosum var.thouarsianum Tul. Euphorbiaceae Kifubia (bemba) KIP293612638
Arachis hypogaea L. Arachis hypogaea subsp. Nambyquarae (Hoehne) A.
Chev. Leguminosacae Kalanga (swahili, nande) KIP209611803
Bidens pilosa L. Bidens leucantha (L.) Willd. Asteraceae Nsokontwe, kashisha (mashi, swahili) KIP490924302
Bobgunnia madagascariensis (Desv) J.H.Kirkbr. &
Wiersema Swartzia madagascariensis Desv. Fabaceae Mpapi (luba) KIP516585515
Carica papaya L. Carica bourgeaui Solms ; Carica citiformis J.Jacq.
ex Spreng Caricaceae Mpapayi (swahili) KIP441463406
Cassia sieberiana L. Cassia
Kotschyana Oliv. Fabaceae Kandungandunga
(tshiluba) KIP143025475
Citrus limon (L.) Burm. Citrus auratium susp.
Citrus limonum
Risso Rutaceae Muti ya ndimu (swahili), KIP596564279
Cymbopogon
densiflorus (Steud)
Staff Andropogon schoenanthus susbsp.
Densiflorus (Steud.) Hack. Andropogon
densiflorus steud. Poaceae Bikotshi (lamba, sanga) KIP180844916
Diplorhynchus condylocarpon (Müll.Arg.) Pichon
D. poggei K.Schum.
D. angolensis
Büttner Apocynaceae Mbubu (luba)
KIP206811171
Elaeis guineensis Jacq Elaeis nigrescens A. Chev. Elaeis virescens A. Chev. Aracaceae Mti ya ngazi (swahili) KIP355972071
Erigeron floribundus (Kunth) Sch.Bip. Conyza elata
Kunth
Conyza floribunda
Kunth Asteraceae Tukituki (luba) KIP521088576
Erythrina abyssinica Lam. Ex DC E. kassneri Baker
f.
E. warneckei Baker f. Fabaceae
Kisungwa (bemba, lala, lamba, hemba) KIP182210666
Ficus sur Forssk. Ficus capensis Thunb. Sycomorus guineensis Miq. Moraceae Mukuyu (luba) KIP168151057
Harungana madagascariensis Lam. ex Poir. H. pubescens Poir. H. robynsii Spirlet Hypericaceae Mutumu ntumu (kikongo) KIP139657408
Hibiscus esculentus L.
Abelmoschus esculentus Malvaceae Mulenda (swahili, luba) KIP169950588
Hymenocardia acida
Tul. H. granulata Beille. Phyllanthaceae kape (luba) KIP464414491
Jathropha curcas L J. acerifolia Salisb.
J. edulis Sessé Euphorbiaceae Kapulayi (tshiluba) KIP434904607
Kigelia africana (lam .) benth K. tristis A.
K. ikbaliae De Wild. Bignoniaceae Kivungwila (tabwa,
bemba, lala, lamba)
KIP227674231
Luffa aegyptiaca Mill.Mill.
L. aegyptiaca Mill. Cucurbitaceae Kikendambaya (Luba) KIP247475402
Mangifera indica L. Mango tree Anacardiaceae Hembe (swahili) KIP286465685
Manihot esculenta Crantz Janipha manihot
(L.) Kunth Manihot edule A.
Rich. Euphorbiaceae Muhoko (swahili) KIP000005804
Musa acuminata Dwarf Cavendish. M. cavendishii
Lamb
M. chinensis
Sweet
M. corniculata kurz Musaceae Muti ya ndizi (swahili) KIP203679342
Parinari curatelifolia Planch. Ex.Benth.. P. Chapelieri Baill.
P. gardineri
Hemsley
P. mobola Oliv Chrisobalanaceae Kifulumutshi (bemba), KIP305174377
Persea americana
Mill. P. drimyfolia Cham.
P. floccosa Mez Lauraceae Avocatier (français) KIP178190233
Phaseolus vulgaris P. compressus DC.
P. esculentus Salisb.
P. gonospermus
Savi Fabaceae Mupundu (tabwa) KIP277075126
Phyllanthus
muellerianus (Kuntze)
Exell Diasperus muellerianus Kuntze et P. floribundus Müll.Arg. Phyllanthaceae Lulembalemba (luba) KIP271779376
Psidium guajava L. P. pumilum var.
guadalupense DC. Myrtaceae Mapela (swahili) KIP000301861
Psorospemum febrifugum Spach P. albidum (Oliv.) Engl.
P. angustifolium
Spirlet Hypericaceae Mukuta ou mukute
(luba, tabwa)
KIP510193316
Ricinus communis L R. africanus
Willd.,
R. angulatus
Thunb
R. armatus Euphorbiaceae Lutondotondo (luba) KIP396088433
Senna occidentalis (L.) Link Cassia occidentalis (L.) Rose Ditramexa occidentalis Britton & Rose Fabaceae Mingajini (swahili) KIP276828558
Vernonia amygdalina
Delille Gymnanthemum
amygdalinum
(Delile) Asteraceae
Kilolokonjo, kolokonjo (Swahili) KIP312286606
Les Fabaceae sont dominant dans notre série de plantes antiulcéreuses pour l’enquête réalisée auprès des PMT (Figure 10a), contrairement à l’observation faite sur les plantes répertoriées des sources documentaires locales où ces sont les Euphorbiaceae qui ont été majoritaires
(Figure 10a). La prépondérance des Fabaceae, rend compte de l’importance de cette famille dans la médecine traditionnelle lushoise pour la prise en charge des plusieurs pathologies comme le rapportent différents auteurs, notamment Bakari et al. (2018) contre le diabète, Kanangila (2018) contre la drépanocytose, Muya et al. (2014) contre la schistosomiase, Bashige et al. (2017a) contre la carie dentaire.
3% 3% 3% 3% 3% 6% 3%
3%
9% 63%%
3% 26% 33%%
11% 3% 3%
3%
20% 3%
3% 3%
Mimosaceae Fabaceae Annonaceae
Euphorbiaceae Leguminosaceae Asteraceae
Caricaceae Rutaceae Poaceae
Apocynaceae Aracaceae Moraceae
Hypericaceae Malvaceae Phyllanthaceae
Bignoniaceae Cucurbitaceae Anacardiaceae
Musaceae Chrisobalanaceae Lauraceae
a. b.
Figure 12-Familles (a) et appellations (b) des espèces répertoriées auprès des PMT.
II.2.1.2.4. Connaissances des recettes antiulcéreuses issues des PMT
De ces 34 espèces végétales découlent 34 recettes antiulcéreuses pour lesquelles l’écorce de racine constitue l’organe le plus utilisé (49 %) et la décoction (71%) le mode de préparation majoritaire. L’index de consensus autour de l’utilisation de ces plantes comme antiulcéreuses a varié entre 0,02 et 0,22. Les 6 plantes pour lesquelles un grand consensus est observé autours de leur utilisation comme plantes antiulcéreuses sont Annona senegalensis (IC = 0,18), Mangifera indica (IC = 0,18), Erythrina abyssinica (IC = 0,20), Luffa aegyptiaca L. (IC = 0,22) et Diplorhynchus condylocarpon : IC = 0,22 (Tableau XVII et Figure 12).
Tableau XVII-Recettes antiulcéreuses issues des plantes renseignées par les PMT
Albizia adianthifolia
(Schumach.) W. Wight R1 : Décoction pendant 15 minutes d’une poignée des écorces de racines dans 2 litres d’eau. Boire 400 mL deux fois par jour pendant 7 jours.
Albizia antunesiana Harms R2 : Infusion pendant 45 minutes d’une poignée des fleurs fraiches dans 1 litre d’eau. Boire 600 mL trois fois par jour pendant 7 jours. 0,020
Annona senegalensis Pers. R3 : Macération pendant 30 minutes de deux poignées des feuilles fraiches dans 1 litre d’eau. Boire 400 mL deux fois par jour pendant une semaine. 0,180
Antidesma venosum E. Mey. ex
Tul. R4 : Décoction pendant 15 minutes d’une poignée des écorces de racines dans 2 litres d’eau. Boire 200 mL une fois par jour pendant 7 jours. 0,080
Arachis hypogaea L. R5 : Macération pendant 30 minutes de d’une poignée des graines dans 1 litre d’eau. Boire 600 mL trois fois par jour pendant cinq jours. 0,040
Bidens pilosa L. R6 : Décoction pendant 15 minutes d’une poignée feuilles dans
1 litre d’eau. Boire 200 mL deux fois par jour pendant 7 jours. 0,040
Espèces &Familles Recettes antiulcéreuses
Fi : Fréquence de citations de la plante IC : Facteur consensuel de recette.
Bobgounia madagascariensis R7 : Décoction pendant 15 minutes d’une poignée des écorces de racines dans 1,5 litre d’eau. Boire 600 mL trois fois par jour pendant 7 jours. 0,020
Carica papaya L. R8 : Décoction pendant 15 minutes d’une poignée des écorces de racines dans 1 litre d’eau. Boire 300 mL trois fois par jour pendant 7 jours. 0,180
Cassia sieberiana R9 : Décoction pendant 15 minutes trois poignées des écorces de racines dans 2 litre d’eau. Boire 600 mL trois fois par jour pendant 7 jours. 0,020
Citrus limon (L.) Burm. R10 : Macération pendant 30 minutes deux poignées des fruits dans 1 litre d’eau. Boire 200mL deux fois par jour pendant une semaine. 0,020
Cymbopogon densiflorus R11 : Décoction pendant 15 minutes trois poignées des écorces de racines dans 2 litre d’eau. Boire 200mL deux fois par jour pendant 7 jours. 0,020
Diplorhynchus condylocarpon (Müll.Arg.) Pichon R12 : Décoction pendant 15 minutes trois poignées des feuilles dans 1,5 litre d’eau. Boire 600 mL trois fois par jour pendant 7 jours. 0,022
Elaeis guineensis Jacq R13 : Infusion pendant 45 minutes d’une poignée des feuilles dans 1,5 litre d’eau. Boire 200 mL deux fois par jour pendant 7 jours. 0,080
Erigeron floribundus (Kunth) Sch.Bip. R14 : Décoction pendant 15 minutes une poignée des feuilles dans 1,5 litre d’eau. Boire 200 mL une fois par jour pendant une semaine. 0,020
Erythrina abyssinica Lam. Ex
R15 : Décoction pendant 15 minutes une poignée des feuilles dans 1,5 litre d’eau. Boire 400 mL deux fois par jour pendant une semaine. 0,20
Ficus sur Forssk. R16 : Décoction pendant 15 minutes une poignée des feuilles dans 1,5 litre d’eau. Boire 200 mL une fois par jour pendant une semaine 0,020
Harungana madagascariensis Lam. ex Poir. R17 : Décoction pendant 15 minutes deux poignées des écorces de racines dans 1,5 litre d’eau. Boire 400 mL deux fois par jour pendant une semaine. 0,020
Hibiscus esculentus L.
R18 : Macération pendant 30 minutes une poignée des fruits dans 1 litre d’eau. Boire 400 mL deux fois par jour pendant une semaine. 0,060
Hymenocardia acida Tul. R19 : Décoction pendant 15 minutes une poignée des écorces de racines dans 1,5 litre d’eau. Boire 400 mL deux fois par jour pendant une semaine. 0,060
Jathropha curcas L R20 : Décoction pendant 15 minutes une poignée des écorces de racines dans 1,5 litre d’eau. Boire 600 mL trois fois par jour pendant une semaine. 0,040
Kigelia africana (lam .) benth R21 : Décoction pendant 15 minutes une poignée des écorces de racines dans 1,5 litre d’eau. Boire 600 mL trois fois par jour pendant une semaine. 0,020
Luffa aegyptiaca Mill.Mill.
R22 : Macération pendant 30 minutes deux poignées des feuilles dans 1,5 litre d’eau. Boire 600 mL deux fois par jour pendant une semaine. 0,220
Mangifera indica L. R23 : Décoction pendant 15 minutes une poignée des écorces de racines dans 1,5 litre d’eau. Boire 400 mL trois fois par jour pendant une semaine. 0,180
Manihot esculenta Crantz R24 : Infusion pendant 45 minutes d’une poignée des feuilles dans 1,5 litre d’eau. Boire 600 mL trois fois par jour pendant une semaine. 0,080
Musa acuminata Dwarf Cavendish. R25 : Infusion pendant 45 minutes d’une poignée des feuilles dans 1,5 litre d’eau. Boire 200 mL deux fois par jour pendant une semaine. 0,040
Parinari curatelifolia Planch. Ex.Benth.. R26 : Décoction pendant 15 minutes une poignée des écorces de racines dans 1,5 litre d’eau. Boire 400 mL deux fois par jour pendant une semaine. 0,040
Persea americana Mill. R27 : Décoction pendant 15 minutes une poignée des écorces de racines dans 1,5 litre d’eau. Boire 600 mL trois fois par jour pendant une semaine. 0,040
Phaseolus vulgaris R28 : Décoction pendant 15 minutes une poignée des feuilles dans 1,5 litre d’eau. Boire 400 mL deux fois par jour pendant une semaine. 0,020
Phyllanthus muellerianus (Kuntze) Exell R29 : Décoction pendant 15 minutes une poignée des écorces de racines dans 1,5 litre d’eau. Boire 400 mL deux fois par jour pendant une semaine. 0,060
Psidium guajava L. R30 : Décoction pendant 15 minutes une poignée des écorces de racines dans 1,5 litre d’eau. Boire 600 mL trois fois par jour pendant une semaine. 0,060
Psorospemum febrifugum Spach R31 : Décoction pendant 15 minutes une poignée des feuilles dans 1,5 litre d’eau. Boire 200 mL une fois par jour pendant une semaine. 0,020
Ricinus communis L. R32 : Décoction pendant 15 minutes une poignée des écorces de racines dans 1,5 litre d’eau. Boire 200 mL deux fois par jour pendant une semaine. 0,040
Senna occidentalis (L.) Link R33 : Décoction pendant 15 minutes une poignée des écorces de racines dans 1,5 litre d’eau. Boire 600 mL trois fois par jour pendant une semaine. 0,040
Vernonia amygdalina Delille R34 : Décoction pendant 15 minutes une poignée des feuilles 0,020 dans 1,5 litre d’eau. Boire 400 mL deux fois par jour pendant une semaine.
Figure 13-Partie utilisée (a) & mode
II.2.1.2.5. Autres connaissances pathologies traitées par de plantes répertoriées auprès des PMT
Les 34 plantes répertoriées dans cette étude comme antiulcéreuses lors de l’enquête ethnobotanique conduite auprès des PMT sont également sollicitées dans 92 autres pathologies où la feuille constitue l’organe le plus utilisé (44,7 %), suivie des écorces des racines (26,3 %). La valeur usuelle (VU) a varié entre 0,02 et 0,24. Bobgunia madagascariensis, Jatropha curcas, Harungana madagascariensis, Carica papaya, Phyllanthus muellerianus, Erythrina abyssinica, Psorospermum febrifugum, Mangifera indica, Ficus sur, Albizia adianthifolia Hymenocardia acida, et Bidens pilosa, sont les 12 espèces végétales qui présentent les VU les plus élevées de la série : VU > 0,1 et au niveau des organes, c’est la feuille de Bidens pilosa (VU : 0,17) qui présente la meilleure valeur usuelle. L’activité antiulcéreuse a été rapportée antérieurement pour 13 parmi les 34 dont 3 (en gras) parmi les 12 espèces les plus usuelles (Tableau XVIII).
Tableau XVIII-Autres connaissances ethnomédicinales de plantes répertoriées
Espèces &Familles Pathologies PU Activité antiulcéreuse antérieure VUo VUp
(N=92)
Albizia adianthifolia (Schumach.) W. Wight Toux, stérilité et angine.
Cancer et asthme.
Brûlures, lumbago, maux de tête, amibiases, diabète, coccidioses, comportement maniaque, eczéma, maux de dents, hémorroïdes et épilepsie. F
ER
ET RAS 0,03
0,02
0,13 0,18
Albizia antunesiana Harms Plaies, paludisme, cancer, diabète F RAS 0,04 0,04
Annona senegalensis Pers. Malaria, infections, jaunisse, plaies, hépatite et brûlures. ER Konat et al., 2021 0,07 0,07
Antidesma venosum E.Mey. ex Tul. Paludisme, blennorragie, carie dentaire, douleurs abdominales, stérilité, impuissance sexuelle, problèmes d’avortement. F RAS 0,08 0,08
Arachis hypogaea L Cancer, Constipation, Fièvre typhoïde, Inflammation, Insomnie, Prostatite, Sédatifs. Gr RAS 0,08 0,08
Bidens pilosa L . Plaies, jaunisse, angine, teigne tondante, saignements, du nez, hépatite, brulures, coliques abdominaux infantiles, intoxications, ictères, amibiase, pneumonie, infection urinaire et plaie F Alvarez et al., 1999 0,17 0,24
Furoncle, gastrite, trouble de grossesse et hémorroïdes. ER 0,04
Infection vaginale et toux. PE 0,03
Bobgunia Convulsion, douleurs ER RAS 0,09 0,12 madagascariensis abdominales, épilepsie, méningite,
fièvre typhoïde, maladies
Espèces &Familles Pathologies PU Activité antiulcéreuse antérieure VUo VUp
(N=92)
sexuellement transmissibles, goitre et carie dentaire,
Pneumonie, Infection urinaire et jaunisse ET 0,03
Carica papaya L. Jaunisse, asthme, blennorragie, hépatites, cirrhose, jaunisse, anorexie et tuberculose F Oloyede et al., 2015
0,09 0,14
Malaria et blennorragie. ER 0,02
Toux, peste et dysenterie. FR 0,03
Cassia sieberiana Hépatite, eczémas, ulcères et amibiase. F Nartey et al., 2012 0,04 0,04
Citrus limon (L.) Burm. Paludisme, grippe, toux, fièvre. F Bhavitavya et al., 2012 0,04 0,04
Cymbopogon
densiflorus Paludisme, anti-infectieux, convulsion infantile, fièvre typhoïde. PA RAS 0,04 0,04
Diplorhynchus condylocarpon (Mull. Arg.) Pichon Cirrhose, trouble nerveux, tuberculose et troubles respiratoires. Furoncle sexuelle, vision, infections respiratoires et asthme, fièvre typhoïde, hépatite, irritations de la peau, jaunisse, plaies, rougeole F RAS 0,2 0,2
Elaeis guineensis Jacq Toux, paludisme, carie dentaire F RAS 0,03 0,03
Erigeron floribundus (Kunth) Sch.Bip. Prostate, hernie, œdème, impuissance sexuelle F RAS 0,04 0,04
Erythrina abyssinica Lam. Ex Épilepsie, paludisme, schistosomiase et Diarrhée F RAS 0,04 0,15
Toux, hépatites, plaies, rougeole, Carie dentaire, asthénie sexuelle, hernie, lombalgie ER 0,09
Brûlures et œdèmes. ET 0,02
Ficus sur Forssk. Affections buccales, éruptions cutanées. F RAS 0,02 0,16
Anémie, Diarrhée, infidélité, œdème des enfants, rhumatisme. ET 0,05
Angine, Douleurs de poitrine, Douleurs utérines Gonorrhée,
Infertilité, Toux, Vomissement. ER 0,08
Douleurs de la gorge, Fièvre typhoïde, Maux de dents, Plaies. Lx 0,04
Harungana madagascariensis Lam. ex Poir. Diabète, palpitations, plaies et Furoncles.
Blennorragie et plaies. F
ER RAS 0,04
0,02 0,12
Dysenterie et vertiges. Gr 0,02
Hibiscus esculentus L. Crampes, vomissement, kunde, fièvre typhoïde Fr Deniz et al., 2018 0,04 0,04
Hymenocardia acida Rhume et myalgies, Diarrhée, F RAS 0,14 0,18
Tul. hémorroïdes, plaies et
constipation, anémie, aménorrhée et infections buccales, maladies de la peau, diabète.
Espèces &Familles Pathologies PU Activité antiulcéreuse antérieure VUo VUp
(N=92)
Céphalées, œdème, ictères et blennorragie. ER 0,04
Jathropha curcas L Ictères et blennorragie, diabète, constipation, diarrhée, teigne tondante, fièvre, convulsion, plaies, douleurs et épilepsie. F RAS 0,12 0,12
Kigelia africana (lam .) benth Hernie, diabète et stérilité. ET Dos Santos et al., 2014 0,03 0,03
Luffa aegyptiaca Mill.Mill. Hémorroïde, maux de ventre, fièvre typhoïde et céphalées F RAS 0,04 0,04
Mangifera indica L. Hémorroïdes, hypotension, anémie, carie dentaire, coliques abdominaux, toux, angine, déshydratation, diabète, diarrhée, fièvre typhoïde, hypertension, infections urinaires. F Lima et al., 2006 ; Taylor et al., 2011 0,14 0,16
Amibiase, syphilis ET 0,02
Manihot esculenta Crantz Tumeur maligne, Maux de gorge, ascite, et eczéma ER RAS 0,04 0,04
Musa acuminata Dwarf Cavendish. Paludisme, hémorroïde, convulsions infantiles. F Mohammed &
Abdelatif, 2022 0,03 0,03
Parinari curatellifolia Planch.
Ex.Benth.. Paludisme, diarrhée, IST, hémorroïdes, kunde. ER RAS 0,05 0,05
Persea americana
Mill. Paludisme, anémie, fièvre ET Makelele et al., 2020 0,03 0,03
Phaseolus vulgaris Asthme, paludisme, diarrhée, diabète, prostate ET RAS 0,05 0,05
Phyllanthus muellerianus (Kuntze) Exell Vers intestinaux, douleurs, antiseptique, plaies, malaria et grippe. F RAS 0,07 0,14
Syphilis, diarrhée, céphalées, stérilité, carie dentaire et cirrhose. ET 0,07
Psidium guajava L. Hépatites, allergie, infections urinaires, paludisme, toux, diabète. F Deb, 2014 0,07 0,07
Psorospermum febrifugum Spach Mycoses, fièvre, plaies, hyperpigmentation de la peau, diarrhée et asthme. F RAS 0,07 0,16
Fièvre, asthme, plaies, amibiase, hémorroïdes et gale. ET 0,07
Douleurs abdominales et plaies. ER 0,02
Ricinus communis L. Jaunisse, diarrhée. ET Rachhadiya et al., 2011 0,02 0,02
Senna occidentalis (L.) Link Plaies, maux des yeux F RAS 0,02 0,02
Vernonia amygdalina
Delille Rougeole, varicelle, variole, diabète, cicatrisation des plaies et diarrhée. F Ade et al., 2017 0,07 0,07
PU : partie utilisée, VUo : valeur usuelle d’organe, VUp : valeur usuelle de plante.
Les 92 pathologies prises en charge par les 34 plantes répertoriées auprès de PMT ont été groupées en 14 catégories dont la catégorie des pathologies infectieuses et parasitaires (27,7 %) est la plus représentée. Les 11 premières pathologies pour lesquelles ces 34 plantes sont sollicitées sont par ordre d’importance croissante sont les hépatites (2,12 %), la jaunisse (2,12 %), l’asthme (2,55 %), l’hémorroïde (2,98 %), la fièvre typhoïde (2,98 %), le diabète (3,4), la toux (3,8%), la diarrhée (4,62 %), la malaria (5,96 %) et les plaies : 6,38% (Tableau XIX).
Tableau XIX-Autres pathologies traitées par les plantes sous-études
N° Indications thérapeutiques Pathologies Fréquence % (n=50)
1
2 Symptômes, signes et états morbides mal définis Céphalées
Douleurs 4
1 1,7
0,42
3 Douleurs gorge 1 0,42
4 Douleurs utérines 1 0,42
5 Fièvre 6 2,55
6 Maux de ventre 1 0,42
7 Maux de dents 1 0,42
8 Sédatifs 1 0,42
9 Vertiges 1 0,42
12 Vomissements 2 0,85
Maladies du sang et des organes hématopoïétiques Anémie
Hépatite 4
5 1,7
2,12
13 Maladies de l’appareil circulatoire Hypotension
artérielle 1 0,42
14 Hypertension artérielle 1 0,42
Hémorroïde externe 7 2,98
Oto-rhino-laryngologique Angine 4 1,7
19 Rhume 1 0,42
Maladies parasitaires infectieuses et Schistosomiase
Amibiase 1
4 0,42
1,7
20 Blennorragie 3 1,27
21 Diarrhée 11 4,62
22 Dysenterie 1 0,42
23 Coccidioses 1 0,42
24 Furoncle 1 0,42
25 Fièvre typhoïde 7 2,98
26 Syphilis 1 0,42
27 Infections 3 1,27
28 Infections buccales 1 0,42
29 IST 2 0,85
30 Infections du tractus urogénital 3 1,27
31 Jaunisse 5 2,12
32 Méningite 1 0,42
33 Malaria 14 5,96
34 Parasitose intestinale 1 0,42
35 Peste 1 0,42
36 Teignes tondante 2 0,85
Tuberculose 2 0,85
Maladies de l’appareil digestif Affections buccales 1 0,42
39 Carie dentaire 6 2,55
N° Indications thérapeutiques Pathologies Fréquence % (n=50)
40 Coliques abdominaux
infantiles 2 0,85
41 Constipation 3 1,27
42 Ascite 1 0,42
43 Crampes abdominaux 1 0,42
Hernie 3 1,27
Maladies de l’appareil respiratoire Asthme 5 2,12
46 Douleurs poitrine de la 1 0,42
47 Rhume 1 0,42
50 Toux 9 3,8
Maladies de la peau et du tissu cellulaire sous-cutané Antiseptique
Eczéma 1
3 0,42
1,27
51 Brûlures 3 1,27
52 Eruptions cutanées 1 0,42
53 Gale 1 0,42
54 Hyperpigmentation de la peau 1 0,42
55 Irritations de la peau 1 0,42
56 Mycose 1 0,42
57 Variole 1 0,42
58 Varicelle 1 0,42
59 Plaies 15 6,38
Rougeole 3 1,27
Maladies du système nerveux et des organes de sens Comportement maniaque 1 0,42
62 Epilepsie 4 1,7
63 Insomnie 1 0,42
64 Troubles nerveux 2 0,85
67
68 Problèmes oculaires 1 0,42
Maladies endocriniennes, de la nutrition et du métabolisme et troubles immunitaires Goitre
Allergie
Diabète 1
1
8 0,42
0,42
3,40
71
72 Aménorrhée 1 0,42
Maladies du système ostéoarticulaire, des muscles et du tissu conjonctif Asthénie sexuelle
Infertilité
Impuissance sexuelle 1
1
2 0,42
0,42
0,85
73 Menace d’avortement 1 0,42
74 Prostatite 2 0,85
75 Stérilité 4 1,7
76 Convulsions 4 1,7
77 Lombalgie 2 0,85
78 Myalgies 1 0,42
Rhumatisme 3 1,27
Tumeurs Kunde 1 0,42
N° Indications thérapeutiques Pathologies Fréquence % (n=50)
81 Tumeur maligne 1 0,42
Cancer 3 1,27
Maladies hépatiques Cirrhose 1 0,42
84 Ictères 1 0,42
Pneumonie 1 0,42
Non précises Douleurs abdominales 4 1,7
87 Déshydratation 2 0,85
88 Empoisonnement 2 0,85
89 Inflammation 1 0,42
90 Intoxication 1 0,42
91 Grippe 1 0,42
92 Saignement du nez 1 0,42
TOTAL GENERALE (92) 235
Ces résultats sont en accord avec les études ethnobotaniques antérieures réalisées à Lubumbashi (Mbuyi et al, 2019, Bashige et al, 2020). Ces dernières attestent que la plus part des pathologies prises en charge en médecine traditionnelle lushoise sont des maladies liées au faible niveau d’assainissement du milieu.
II.2.2. Choix de Luffa aegyptiaca Erythrina abyssinica et Diplorhynchus condylocarpon
Trois critères ont permis de porter le choix sur les feuilles et écorces de tiges de Diplorhynchus condylocarpon (DiCoF et DiCoET), les feuilles et écorces de tiges d’Erythrina abyssinica (ErAbF et ErAbET) et les feuilles de Luffa aegyptiaca (LuAeF) pour une étude phytochimique et celle des activités antiulcéreuse, antioxydante, mitotique et physico-chimiques. Il s’agit de : (i) la Présence concomitante dans les deux sources de connaissances ethnobotaniques, (ii) la fréquence de citations lors de l’enquête globale (IC≥ 0,18) (iii) l’absence d’études en rapport avec l’activité cicatrisante de l’organe considéré.
Nous reprenons dans le tableau ci-après, les résultats du croisement des données issues de deux enquêtes.
Tableau XX-Plantes communes aux deux enquêtes
Espèces végétales PU Effectif Fréquence (%, n=50) Activité antiulcéreuse Décision
Annona senegalensis F 9 18,00 Konat et al., 2021 Non retenue
Carica papaya ER 8 16,00 Oloyede et al., 2015 Non retenue
Diplorhynchus condylocarpon F 11 22,00 RAS Retenue
Erythrina abyssinica F 10 20,00 RAS Retenue
Luffa aegyptiaca L F 10 20,00 RAS Retenue
Mangifera indica ER 8 16,00 Lima et al., 2006 ; Taylor et al., 2011 Non retenue
Manihot esculenta F 5 10,00 RAS Non retenue
Espèces végétales PU Effectif Fréquence (%, n=50) Activité antiulcéreuse Décision
Phyllanthus muellerianus ER 7 14,00 RAS Non retenue
Psidium guajava ER 6 12,00 Deb, 2014 Non retenue
L’application du premier critère de sélection a permis de retenir 9 espèces (sur 75) et l’application du deuxième critère a permis de retenir 6 espèces (sur les 9). Lorsque le 3e critère a été appliqué, 3 plantes sont restées en lice, Diplorhynchus condylocarpon (DiCo), Erythrina abyssinica (ErAb) et Luffa aegyptiaca Mill (LuAe). Les résultats qui suivent ne portent que sur ces trois plantes.
II.2.3. Matière extractible, aspects et couleurs des extraits
L’extraction par décoction de feuilles et écorces de tiges de E. abyssinica (ErAbF et ErAbT), de feuilles et tige de D. condylocarpon (DiCoF et DiCoT) ainsi que l’extraction par macération de feuilles de Luffa aegyptiaca dans un mélange d’éthanol à 99 % et l’eau (9:1) a permis d’obtenir d’extraits hydro-alcooliques dont la matière extractible varie entre 6,8 et 15,2 %. Les extraits obtenus à partir de feuilles de Luffa aegyptiaca ont présenté un aspect solide avec une couleur noire ; Ceux issus des feuilles de E. abyssinica ont été pâteux et de couleur noire. Le reste d’extraits ont présenté une consistance solide et une couleur jaunâtre (Tableau XXI).
Tableau XXI-Matière extractible, aspects et couleurs d’extraits
Extrait Matière extractible (%) Couleur Aspect
LuAeF 6,8 Noire Solide
ErAbF 11,5 Noire Pâteux
ErAbT 13 Orangeâtes Solide
DiCoF 15,2 Jaunâtre Solide
DiCoT 9,1 Jaunâtre Solide
II.2.4. Activité antiulcéreuse
Cette étude nous a permis d’évaluer le degré de protection de l’extrait hydro-éthanolique de feuilles de Diplorhynchus condylocarpon, de feuilles et écorces de tige de Erythrina abyssinica et de Luffa aegyptiaca L sur la muqueuse gastrique contre les ulcérations causées par l’agent ulcérogène HCl /Ethanol.
II.2.4.1. Observations macroscopiques des cobayes
Les cobayes qui ont reçu le HCl/Ethanol, ont développé des lésions gastriques caractéristiques dans la portion glandulaire de l’estomac. L’ulcération a été extériorisée par des ulcérations, des rougeurs de la muqueuse ou des perforations.
a b
Figure 14-Observation visuelle des cobayes dans la période pré-conservation au formol du
groupe control de normalité (a) et de contrôle d’ulcération (b).
Après conservation dans le formol, les zones ulcéreuses ont été identifiées par des taches noires (Figure 15), ce qui a permis de calculer les surfaces d’ulcérations (Tableau XXII).
a b c d e f g h
Figure 15- Estomac normal (a), Estomac traité avec la solution physiologique NaCl 0,9% (b),
Estomac traité par l’oméprazole (c), Estomac traité par LuCyF (d), Estomac traité par ErAbF
(e), estomac traité par ErAbT (f), estomac traité par DiCoF (g) et Estomac traité par DiCoT (h).
II.2.4.3. Indice d’ulcère
L’effet protecteur de l’extrait brut a permis de réduire significativement les lésions gastriques chez les cobayes prétraités, comme l’indique l’indice d’ulcère calculé à partir des scores des observations macroscopiques, présenté dans le tableau suivant (Tableau XXII).
Tableau XXII-Observations macroscopiques et indice d’ulcère
Souris MuR PeS StriHe UlV Perf Indice d’ulcération
Cneg C1
C2 +
- +
- +
- +
- –
- 4,67 ± 0,58
C3 + + + + –
Cpos C1
C2 + - –
- –
- –
- –
- 0,67 ± 0,29
C3 – + – – –
LuAeF C1
C2 + - +
- –
- –
- –
- 0,83 ± 0,58
C3 + – – – –
ErAbF C1
C2 + - +
- –
- –
- –
- 1,83 ± 0,80
C3 + + – – –
ErAbT C1
C2 – - +
- –
- –
- –
- 1,00 ± 0,50
C3 + – – – –
DiCoF C1
C2 + - –
- +
- –
- –
- 1,67 ± 0,29
C3 + + – – –
DiCoT C1
C2 + - –
- +
- –
- –
- 2,33 ± 0,29
C3 – + + – –
Cneg : contrôle négatif, Cpos : contrôle positif, MuR : muqueuse rouge, PeS : Pétéchies, StriHe : stries hémorragiques, UlV : ulcère vrai, Perf : perforation.
Les cobayes du groupe de contrôle négatif ont montré les lésions différentes observables sous forme de muqueuse rouge, pétéchies et stries hémorragiques, avec un indice d’ulcère de 4,67 ± 0,58. Les lésions observées avec le contrôle négatif ont été significativement réduites, chez le groupe positif lequel a présenté un indice d’ulcère de 0,33 ± 0,5 (Tableau XXII). Ce qui laisse suggérer qu’il aurait réduit significativement l’ulcère observé dans le groupe de contrôle négatif.
Il en est de même pour les groupes test LuAeF, ErAbF, ErAbT, DiCoF et DiCoT qui ont exhibé une réduction significative avec des indices d’ulcère qui varient entre 0,66 et 1,5, LuAe ayant présenté un IU comparable à celle de l’oméprazole utilisé comme contrôle positif (Tableau XXII).
II.2.4.4. Evaluation du degré d’ulcération et d’inhibition d’ulcération par le calcul de surfaces
L’approximation des surfaces lésées et des surfaces totales a permis d’évaluer l’effet gastro protecteur de l’extrait brut contre les lésions induites par le mélange HCl /Ethanol.
1 0,00 IU 5,00 β α
Figure 16-% d’ulcération (α) & %Inhibition (β).
L’ulcère a été induit par HCl/Éthanol. L’éthanol produit des effets nocifs concentration dépendante sur la muqueuse gastrique. L’ulcération survient 30 minutes après la prise et est maximisée environ 60 minutes plus tard (Stermer et al., 2002). L’acidification de l’éthanol a augmenté la sévérité du développement des lésions gastriques par rapport à des concentrations équivalentes sans HCl. L’agent ulcérogène utilisé dans cette étude est rapporté dans les études antérieures (Asai et al., 2011 ; Alrashdi et al., 2012 ; Sala et al., 2016). L’éthanol, pénètre rapidement dans la sous muqueuse, augmente la génération d’espèces réactives de l’oxygène (ROS) et diminue la sécrétion de la membrane muqueuse ainsi l’ensemble induit des dommages des cellules de la muqueuse gastrique (Gwaram et al., 2012). L’éthanol inhibe également la cyclooxygénase et supprime la sécrétion de prostaglandines par les cellules épithéliales gastriques non pariétales (Rouhollahi et al., 2014 ; Warzecha et al., 2014).
Nos extraits ont réduit significativement l’ulcération induite par HCl/éthanol dont le taux d’ulcération a varié entre 5,20 et 22,35 %, ce qui constitue une différence très significative (p< 0,001) en comparaison au contrôle de normalité (53,95 %). Seul LuAeF (5,20 %) a réduit l’ulcération d’une manière significative comparable à celle de l’oméprazole utilisé comme le référence (4,71%). L’oméprazole en tant que médicament standard pour l’ulcère peptique a montré des effets curatifs contre l’ulcère grâce à sa capacité à minimiser le degré d’acidité gastrique par l’inhibition des pompes à protons dans les cellules pariétales de l’estomac (Golbabapour et al., 2013). Ces résultats concordent avec ceux de pourcentage d’inhibition pour lequel l’extrait de LuAeF a montré une activité inhibitrice plus élevée (90,27%), ce dernier étant considéré comme le meilleur extrait antiulcéreux. Cependant, l’activité inhibitrice de LuAeF (90,27 %) est très significative comparable à celle de l’oméprazole (91,08%),
Cette étude rapporte une activité antiulcéreuse de Luffa aegyptiaca plus importante que celle d’une autre espèce du même genre, Luffa acutangula : fruits 62, 64 % (Pimple et al., 2012). Le potentiel cytoprotecteur de notre extrait peut être due à la présence des anthocyanes, flavonoïdes, saponines, stéroïdes, tanins et terpénoïdes identifiés dans les feuilles de Luffa aegyptiaca au cours de cette étude lors du criblage phytochimique d’autant plus que ces groupes sont considérés comme à potentiel antiulcéreux.
Les composés phénoliques et les flavonoïdes possèdent un effet antiulcéreux en raison de leurs propriétés anti sécrétoires, cytoprotectrices, antioxydantes, antiinflammatoires et anti-H.pylori. Les composés phénoliques et les flavonoïdes favorisent également la synthèse des prostaglandines, la défense contre le stress, la synthèse des enzymes antioxydantes et les propriétés cicatrisantes (Deore et al., 2011). En outre, les flavonoïdes augmentent la résistance capillaire et améliorent la microcirculation. Les tanins protègent directement la couche la plus externe de la muqueuse et modifient la structure de la muqueuse qui peut résister aux produits chimiques et aux blessures mécaniques. Les composés apparentés aux saponines et aux triterpénoïdes augmentent la production de mucus (Sumbul et al., 2011). II.2.5. Activité mitotique
Nous avons voulu savoir si les extraits antiulcéreux dont nous venons de montrer l’activité agissent en favorisant la prolifération cellulaire. Pour ce faire, nous avons évalué l’activité mitotique en examinant le taux de germination de graines de Glycine max et la longueur des radicules.
II.2.5.1. Taux de germination de graines de Glycine max
Le taux de germination du groupe de contrôle de normalité (traité avec de l’eau) a varié entre 0 et 75 %. Celui du contrôle positif (traité par la Colchicine) a varié entre 0 et 53 %. Les taux de germination des groupes traités avec les extraits ont varié entre 0 et 50 %. Au 4e jour d’observations les taux de germination des extraits ont varié entre 35 et 50 % à la dose élevée.
A la dose faible, les variations au 4e jour sont dans l’intervalle de 43 à 61 % (Figure 16).
Temps (toutes les 24H) Temps (toutes les 24H)
A la dose de 1 mg/Ml A la dose de 0,0625 mg/mL
Figure 17-Taux de germination aux doses de dose de 1 mg/mL de 0,0625 mg/mL
Ces observations montrent une tendance des extraits à diminuer le pouvoir germinatif de Glycine max en fonction de la dose ce qui signerait leur pouvoir antimitotique faible. Bien que ces résultats ne lèvent pas le voile sur leur mécanisme d’action antiulcéreuse, il montre néanmoins que les extraits ne seraient pas potentiellement cancérigènes et auraient plutôt un effet inverse.
II.2.5.4. Longueur de radicule de graines germées
Dans le groupe contrôle de normalité, aucune variation de la longueur n’a été observée. Dans le groupe contrôle positif une baisse de longueur de radical a été observé le long de l’expérimentation. Dans les groupes essais, Nous observons une tendance à la baisse de la longueur de radicule en fonction de la concentration à partir de 0,25 mg/mL pour les extraits
LuAeF et DiCoF. En revanche, nous observons plutôt une tendance de d’élongation de la longueur de radicule en fonction de la dose chez ErAbF aux mêmes doses sus évoquées (Figure18).
Figure 18-La longueur de radicule (cm)
Les résultats de l’activité mitotique évaluée sur le modèle du grain de Glycine max montrent que tous les extraits exercent un effet sur la mitose des cellules de Glycine max en diminuant modestement la germination des grains. Par ailleurs, certains extraits comme LuAeF et DiCoF inhibent l’élongation de radicule alors que d’autre à l’exemple de ErAbF la favorisent. ErAbF exercerait une action antiulcéreuse en favorisant la mitose contrairement aux autres extraits dont l’activité antiulcéreuse ne favorise pas la prolifération cellulaire. De plus, ce modèle végétal reste bien diffèrent du model humain et devrait être confirmé par les expérimentations sur les animaux. Il serait souhaitable de peaufiner l’étude pour apprécier à juste titre l’effet de la dose sur l’élongation de radicule qui signerait un effet antimitotique.
II.2 .6. Activité antioxydante
II.2.6.1. Quantification de l’activité antioxydante
A toutes les concentrations testées, les extraits hydro-éthanoliques des feuilles et des écorces de tiges de plantes sous-étude ont inhibé significativement le radical DPPH˙ proportionnellement à la dose.
0 20 40 60 80100120
Concentration en µg/mL 0 50 100 150
Concentration en µg/mL 0 100 200
Concentration en µg/mL
a b c
En effet, à 3,125µg/mL tous les extraits ont présenté une activité ≥ 50 % mais à 1,5625µg/mL seul ErAbT a présenté une activité antioxydante ≥ 50 %. Les CI50 qui en ont découlé ont varié entre 2,095 et 3,05 µg/mL. LuAeF a présenté une activité supérieure à celle de la quercétine utilisée comme contrôle positif alors qu’ErAbF et DiCoF ont présenté une activité équivalente au contrôle (Figure 19g).
0 50 100 150
Concentration en µg/mL 0 50 100 150
Concentration en µg%mL 0 100 200
Concentration en µg/mL
d e f
3,5
QC LuAeF ErAbF DiCoF ErAbT DiCoT
Extraits g
Figure 19-Activité antioxydante exprimée sous forme de % et de CI50 : quercétine (a), L. aegyptiaca (b), E. abyssinica feuille (c), E. abyssinica écorce tige (d), D.
condylocarpon feuille (e), D. condylocarpon écorce tige (f) et CI50 des extraits (g). Nous avons catégorisé les extraits suivant une classification utilisée antérieurement (Bashige et al., 2021), la quelle se présente comme suit : très forte si la CI50 ≤ 5µg/mL; forte si 5 ≤ CI50 ≤
50 ; modérée si 50 ≤ CI50 ≤ 325μg/mL et faible : CI50 > 325μg/mL. Suivant cette classification, tous les extraits ont présenté une très forte activité antiradicalaire y compris le contrôle positif. Des études antérieures (Tripathi et al., 2016) ont rapporté également une forte activité de feuilles de L. aegyptiaca avec de CI50 plus faibles que celle rapportée dans cette étude (1,19 µg/mL et 0,75µg/mL) respectivement. L’étude de Yenesew et al., (2009) a rapporté une activité antioxydante faible d’Erythrina abyssinica avec de CI50 plus grandes que celles rapportées dans cette étude (12,52 µg/mL et 7,7 µg/mL). Aucune littérature accessible n’a rapporté l’activité antioxydante de D. condylocarpon, ces résultats sont donc rapportés pour la première fois. Etant donné que l’ulcère est favorisé par les entités réactives oxygénées, le potentiel antioxydant des extraits sous examen constitue une valeur ajoutée qui pourrait expliquer leur action antiulcéreuse.
II.2.7. Phytochimie réalisée sur Luffa aegyptiaca, Erythrina abyssinica et
Diplorhynchus condylocarpon
II.2.7.1. Identification des groupes phytochimiques
L’analyse phytochimique effectuée par des réactions en tube montre que tous les organes de plantes criblées contiennent des anthocyanes, des flavonoïdes, des saponines, des stéroïdes et des tannins. En revanche, les alcaloïdes et les hétérosides cyanogènes sont absents dans tous les organes criblés alors que les terpénoïdes ne sont absents que dans des feuilles de E abyssinica (Tableau XXIII).
Tableau XXIII-Résultat global du criblage phytochimique de 3 plantes réputées antiulcéreuses à Lubumbashi
Groupes Luffa aegyptiaca F Erythrina abyssinica
F ET Diplorhynchus condylocarpon
F ET
Alcaloïdes – – – – –
Anthocyanes + + + + +
Coumarines – – + + +
Flavonoïdes + + + + +
Hétérosides cyanogènes – – – – –
Quinones – + + – –
Saponines + + + + +
Stéroïdes + + + + +
Tanins + + + + +
Terpénoïdes + – + + +
F : feuille ; ET : écorces de tige ; ER : écorces de racine ; + : Présence ; – : absence.
La présence de tanins, de flavonoïdes ainsi que de saponines dans les feuilles de Luffa aegyptiaca est en accord avec les travaux d’Alagbe et al. (2017) ; Essiett, (2019) et Nonga et al., (2020), par contre, l’absence des alcaloïdes dans cette étude est en désaccord avec ces derniers.
L’étude de Worku, (2021) rapporte la présence de flavonoïdes, de tanins, de saponines et stéroïdes dans les feuilles d’Erythrina abyssinica comme dans la présente étude mais l’absence des coumarines contrairement à la présente étude. La présence de tanins, de térpénoïdes et de flavonoïdes dans les écorces de tige d’Erythrina abyssinica est en accord avec l’étude d’Aber et al., (2019).
Les flavonoïdes et les tanins sont rapportés dans l’étude de Nonga et al., (2020), dans les écorces de tige de Diplorhynchus condylocarpon comme dans cette étude, en revanche, ils ont signalé la présence de quinones contrairement à notre étude.
Le traitement de la gastrite repose soit sur l’effet tampon en évitant le changement du pH dans l’estomac, soit sur l’activité antibactérienne contre Helicobacter pylori, car la pathologie peut être causée par l’acidité du milieu gastrique ou par la présence de Helicobacter pylori ou d’autres espèces microbiennes (Friday & Akomas, 2006) ; Par conséquent, les extraits de plantes qui traitent la gastrite doivent contenir les substances basiques capables de neutraliser l’acidité.
C’est le cas notamment des polyphénols (Flavonoïdes et tanins) identifiés dans cette étude. Cependant, si la gastrite est due à la présence de bactéries, des extraits contenant des substances antibactériennes telles que des flavonoïdes et des quinones pourraient justifier leur activité antiulcéreuse (Mbayo et al., 2016 ; Mulamba, 2017).
II.2.7.2. Polyphénols et flavonoïdes totaux de 3 plantes sélectionnées
Le taux en polyphénols totaux et flavonoïdes totaux dans les extraits hydro-éthanoliques de Luffa aegyptiaca, Erythrina abyssinica et Diplorhynchus condylocarpon, ont été exprimés respectivement en mg équivalent d’acide gallique (mg EAG/g MS) et en mg équivalent Quercétine (mg EQ/g MS) par g de la matière sèche (Tableau XXIV).
Le ratio CPT-CFT est de 1,02 en moyenne avec une amplitude de 1,01 et 1,05. Les CPT varient entre 2,696 ± 0,07 mg EAGg-1 et 5,808 ± 0,09 mg EAGg-1 et ceux de CFT varient entre 2,567 ± 0,08 mg QEg-1 et 5,733 ± 0,02 mg QEg-1, les valeurs les plus élevées étant observées chez ErAbT (Tableau XXIV).
Tableau XXIV-Contenu en polyphénol et flavonoïde totaux des extraits Luffa aegyptiaca, Erythrina abyssinica et Diplorhynchus condylocarpon
Extrait Teneur en phénols taux : CPT (mg Teneur en flavonoïdes totaux : CFT CPT/CFT
EAGg-1) (mg QEg-1)
ErAbF 2,801 ± 0,02 2,731 ± 0,01 1,02
ErAbT 5,808 ± 0,09 5,733 ± 0,02 1,01
DiCoF 2,758 ± 0,05 2,684 ± 0,04 1,02
DiCoT 2,696 ± 0,07 2,567 ± 0,08 1,05
Données exprimées sous forme de (𝑿 ̅ ± S, n=3).
Une étude antérieure rapporte des CPT de 2,65 ± 0,19 mg EAGg-1 de Luffa aegyptiaca (Kamath et al., 2015), taux similaires à ceux observés dans cette étude (Tableau XXIV). Ces taux sont supérieurs à ceux observés dans les feuilles de Luffa cylindrica une autre espèce du même genre, dont les CPT sont de 0,41 mg GAE/g (Ingale et al., 2020).
Les taux de 5,1 ± 0,07 mg EAGg-1 de phénols totaux sont rapportés dans les feuilles chez Erythrina abyssinica récoltées à Mberengwa au Zimbabwe (Marume et al, 2017), des taux légèrement inférieurs à ceux observés dans cette étude (Tableau XXIV).
Contrairement aux deux espèces Luffa aegyptiaca et Erythrina abyssinica, aucune étude n’est rapportée dans la littérature accessible sur les taux en phénols et flavonoïdes totaux de Diplorhynchus condylocarpon. Les résultats contenus dans cette étude constituent donc le premier rapport y afférent.
II.2. 9. Paramètres physicochimiques des plantes sélectionnées
II.2.9.1. Examen visuel des poudres
Les examens visuels effectués sur les poudres de feuilles chez E. abyssinica et D. condylocarpon montrent qu’elles sont de couleur verte alors que ceux effectués sur les poudres des feuilles de L. aegyptiaca, des écorces chez E. abyssinica et chez D. condylocarpon montrent qu’elles sont respectivement de couleur marronne, jaune et rouge. Cependant les poudres de ces cinq échantillons ont une odeur et une saveur non caractéristiques. Les poudres des feuilles de L. aegyptiaca, d’E. abyssinica et de D. condylocarpon ont une texture amorphe, alors que celle des écorces de D. condylocarpon a une texture cristalline. De même celles de feuilles de L. aegyptiaca, d’E. abyssinica et de D. condylocarpon sont non hygroscopique, par contre, la poudre des feuilles D. condylocarpon est hygroscopique (Tableau XXV).
Tableau XXV-Examens visuels des poudres des plantes sélectionnées
Paramètres
Luffa aegyptiaca Erythrina abyssinica Diplorhynchus condylocarpon
F F ET F ET
Texture Amorphe Amorphe Cristalline Amorphe Cristalline
Granulométrie Impalpable Granuleuse Granuleuse Micronisée Granuleuse
Humidité apparente Humide Sèche Sèche Humide Très sèche
Couleur Marron Verte Jaune Verte Rouge
Odeur NC NC NC NC NC
Saveur NC NC NC NC NC
Hygroscopicité NH NH NH Hygroscopique NH
N C : Non caractéristique ; NH : Non hygroscopique
a b c d e
Figure 20-la poudre de feuilles de L. aegyptiaca (a) ; la poudre des écorces de tiges de E. abyssinica (b) ; la poudre de feuilles de E. abyssinica (c) ; la poudre de feuilles de D. condylocarpon (d) et la poudre des écorces de tiges de D. condylocarpon (e). II.2.9.2. Caractères microscopiques des poudres des plantes sélectionnées
Les examens microscopiques effectués au grossissement x100 sur les poudres des plantes sélectionnées montrent que : les feuilles de Luffa aegyptiaca contiennent des poils tecteurs unicellulaires, de cristaux d’oxalate de calcium et des grains d’amidons. Les feuilles d’Erythrina abyssinica disposent des xylèmes spiralés, des fibres, des poils non tecteurs et des grains d’amidon, alors que ses écorces de la tige contiennent des poils tecteurs pluricellulaires. Les feuilles de D. condylocarpon contiennent également des xylèmes spiralés et des grains d’amidons. Toutes les poudres des feuilles contiennent en plus des fibres, des stomates qui sont anomocytique chez L. aegyptiaca et chez D. condylocarpon mais paralytiques chez E. abyssinica.
Parenchyme et huile Huile Grains d’amidon et huile
Figure 21-Eléments macroscopiques de la poudre de feuilles de Luffa aegyptiaca Mill observés
dans la solution d’hydrate chloral.
xylème spiralé
Figure 22-Eléments microscopiques de la poudre de feuilles d’Erythrina abyssinica observés
dans la solution d’hydrate chloral.
Parenchyme Poil tecteur Parenchyme
Suber
Epiderme
Figure 23-Eléments microscopiques de la poudre des écorces de tiges d’Erythrina abyssinica
observés dans la solution d’hydrate chloral.
Poil tecteur unicellulaire Fibres Parenchyme abondant
Figure 24-Eléments microscopiques de la poudre des feuilles de Diplorhynchus condylocarpon
observés dans la solution d’hydrate chloral.
Parenchyme Xylème spiralé Fibres fusiformes
Figure 25-Eléments microscopiques de la poudre des écorces de tige de Diplorhynchus
condylocarpon observés dans la solution d’hydrate chloral
II.2.9.3. Matière sèche, humidité, cendres et indice de gonflement
La poudre de feuilles de L. aegyptiaca présente une perte à la dessiccation de 0,4 %, une teneur en cendres totales de 25,35 %. Les teneurs en cendres chlorhydriques, ainsi que l’indice de gonflement sont respectivement de 34,25 % et 4,76 cm.
La poudre de feuilles d’E. abyssinica présente une perte à la dessiccation de 0,04 % et un indice de gonflement de 1,2 cm. Ses teneurs en cendres totales et chlorhydriques sont respectivement de 9,34 % et 8,68 %.
La poudre des écorces de tige d’E. abyssinica a le taux d’humidité de 0,03 %. Les cendres totales représentent 3,95 % de la masse de la drogue. Cette dernière renferme 1,19 % de cendres insolubles dans l’acide chlorhydrique et un indice de gonflement de 1,2 cm.
La poudre de feuilles de D. condylocarpon présente une perte à la dessiccation de 0,04 %, une teneur en cendres totales de 7,00 %, des cendres chlorhydriques de 6,98 % et un indice de gonflement de 5,26 cm. Par contre, la poudre des écorces de tiges de la même plante présente une humidité de 0,07 %, une teneur en cendres totales de 4,54 %, des cendres chlorhydriques de 5,59 % et un indice de gonflement de 5,5 % (Tableau XXVI).
Tableau XXVI- Paramètres Physico-Chimiques de 3 plantes
Paramètres Unité Luffa aegyptiaca Erythrina abyssinica F Diplorhynchus condylocarpon
Perte à la dessiccation
(PD)
% F ET F ET
0,04 0,04 0,03 0,04 0,07
Cendres totales (CT) % 25,35 9,34 3,95 7,00 4,54
Cendres chlorhydriques % 34,25 8,68 1,19 6,98 5,59
Indice de gonflement
(IG) Cm 4,76 1,2 1,2 5,26 5,5
Les paramètres physico-chimiques font partie des éléments de contrôle qualité de plantes médicinales. La perte à la dessiccation des plantes étudiées a variée entre 0,03 % à 0,04 %. La teneur en eau est inférieure à 10 % dans les cinq échantillons. Ceci permet d’éviter les réactions d’oxydation, de fermentation et le développement des moisissures qui sont des phénomènes pouvant altérer la qualité du principe actif lors de la conservation pendant une longue période (Chanda, 2014 ; Haidara, 2018).
Les cendres totales renseignent sur le contenu en matière inorganique et les cendres chlorhydriques renseignent sur la présence de quantités non acceptables de certains minéraux (Ph Eur, 2017 – 2.8.1). Les normes proposées par la pharmacopée européenne sont respectivement les suivantes : ≥ 12 %, ≤ 14 %, < 2 %.
Les résultats obtenus avec les drogues d’Erythrina abyssinica et de Diplorhynchus condylocarpon sont en conformité avec la norme (Ph Eur. 2017) en rapport avec les teneurs en cendres totales. Par contre, la teneur est très élevée dans la poudre des feuilles de Luffa aegyptiaca. La forte teneur en cendres totales dans les feuilles de Luffa aegyptiaca pourrait être due à leur richesse en éléments minéraux par rapport aux autres échantillons (Chanda, 2014 ; Haidara, 2018).
La faible teneur en cendres chlorhydrique de nos échantillons pourrait être due à une faible contamination par les éléments siliceux tels que le sable et la poussière (Chanda, 2014 ; Haidara, 2018).
Les valeurs d’indice de gonflement varient entre 1,2 à 5,5 cm. Les feuilles et écorces d’Erythrina abyssinica ont donné un indice de gonflement de 1,2 cm, alors que les feuilles et écorces de Luffa aegyptiaca et de Diplorhynchus condylocarpon ont donné un indice de gonflement autour de 5 cm. L’indice de gonflement renseigne sur les propriétés éventuelles de la drogue à absorber un solvant (eau dans le cas d’espèce), sur la présence des hydro-colloïdes et des mucilages dans la drogue (Ph Eur, 2017 – 2.8.4).
La littérature accessible ne rapporte aucune investigation des paramètres physicochimiques recherchés dans cette étude de manière spécifique pour toutes les espèces étudiées. De ce fait, cette étude rapporte donc pour la première fois, ces informations relatives aux paramètres physico-chimiques des espèces étudiées, qui constituent des éléments pouvant être mis à profit pour l’élaboration d’une pharmacopée locale ou d’une monographie de référence concernant ces espèces.
II.2.9.3. Caractéristiques de fluorescence
En présence du dichlorométhane, la poudre des feuilles de Luffa aegyptiaca donne une fluorescence jaune à 366 nm, la poudre feuilles d’E. abyssinica donne une fluorescence bleue à 366 nm en présence d’hydroxyde de sodium. Les poudres de feuilles et écorces de tige de D. condylocarpon qui en présence d’éther de pétrole ont chacun donné une coloration jaune et grise à 254 et 366 nm respectivement (Tableau XXVII).
Tableau XXVII- Fluorescence en présence de certains réactifs et solvants
HNO3 NaOH H2SO4 HCl 1N FeCl3 Ether-P EtOAc DCM CH3COOH
LuAeF Vis – – – – – – – – –
254 nm – – – – – – – – –
366 nm – – Noir – – Gris – Jaune –
ErAbF Vis – – – – – – – – –
254 nm – Jaune – – – – – – –
366 nm – Blue – – – – – – –
ErAbT Vis – – – – – – – – –
254 nm – – – – – – – – –
366 nm – – – – – – – – –
DiCoF Vis – – – – – – – – –
254 nm – – Noir – – Jaune – – –
366 nm – – Noir Orange – Jaune – Rouge –
DiCoT Vis – – – – – – – – –
254 nm – – Bleu Bleu – Gris – – –
366 nm – – Bleu Bleu – Gris – – –
CONCLUSION
Ce travail avait pour objectif de répertorier les plantes réputées antiulcéreuses à Lubumbashi, d’examiner les aspects ethnobotanique, biologique et phytochimique pour trois d’entre elles. A l’issue des investigations menées auprès de 11 sources documentaires locales non publiées et 50 praticiens de la médecine, 75 plantes à raison de 41 et 34 ont été inventoriées. Ces espèces végétales appartiennent à 35 familles dominées par les Fabaceae (34 %). Ces taxons sont impliqués dans 75 recettes antiulcéreuses où les écorces des racines (49 %) et la décoction (71
%) constituent respectivement, l’organe et le mode de préparation les plus prépondérants. D. condylocarpon (IC =0,22), E. abyssinica (IC=0,20) et L. aegyptiaca (IC=0,20) ayant satisfait aux critères de sélection ont fait l’objet des travaux ultérieurs. Toutes les 3 plantes ont présenté une activité antiulcéreuse et contenaient des tanins, des flavonoïdes, des anthocyanes, des quinones, des saponines et des terpénoïdes. L aegyptiaca avec IU de 90,27 % a présenté la meilleure activité antiulcéreuse équivalente à celle de l’Oméprazole 91,08 % avec une forte activité antioxydante mais sans activité mitotique. Son ratio phénols totaux /flavonoïdes totaux a été de 1,04 et sa poudre marronne s’est illustré porteuse des poils tecteurs unicellulaires, des stomates anomocytique, une cendre totale de 25,35 %, un indice de gonflement de 4,76 cm et une fluorescence jaune à 366 nm en présence du dichlorométhane. Résultats montrent les connaissances des PMT lushois dans la prise en charge des ulcères gastroduodénaux, justifient l’usage antiulcéreux en médecine traditionnelle locale de ces 3 plantes sélectionnées et s’ouvrent à la perspective soit des MTA ou des fractionnements bioguidés.
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ANNEXES
ANNEXE I-Questionnaire d’enquête
A. Identité du tradipraticien
- Noms :…. Tél :…………………………………………
- Sexe : a. M b. F
- Age : a. 18-27 b. 28-37 c. 38-47 d. 48-57 e. +58 4. Ethnie : Adresse : secteur (commune), quartier…… 5. Niveau d’instruction….
a) Aucun b) Primaire c) Secondaire d) Supérieur e) Professionnelle f) Autres…………………………………
B. Questions - Êtes-vous ? : a) Tradipraticien b) Féticheur c) Autre…………………………………………………………
- Depuis quand êtes-vous devenu tradipraticien ?…………………………………………………………………………………..
- Comment êtes-vous devenu tradipraticien et par quel moyen ?
a) Initiation (apprentissage) b) Songe (rêve) c) héritage d) Autres……………………………………………… - Connaissez-vous l’ulcère gastroduodénal ? a. oui b. non
- Comment diagnostiquez-vous l’ulcère gastroduodénal (les signes cliniques) ?
- Soignez-vous l’ulcère gastroduodénal ? a) oui b) Non c. Fréquence de consultation (nombre de patients
/jours)…………………………………………………………………………………………………………… - Quelles sont les autres maladies que vous soignez ?…………………………………………………………………………..
- Quelles sont les recettes utilisées en associant de plusieurs plantes pour traiter l’ulcère gastroduodénal ?
NVr PU MoRe CC PatS Hab Nsc VaS
NVr : nom vernaculaire et origine ; PU : partie utilisée ; MoRe /moment de la récolte ; CC : condition de conservation ; PatS : pathologie soignée ou indication ; Hab : habitat et ou localisation ; NSc : nom scientifique ; Vas : code herbier
- Quelles sont les plantes que vous utilisez seules pour soigner l’ulcère gastroduodénal ?
NVr PU MoRe CC patS Hab Nsc VaS
NVr : nom vernaculaire et origine ; PU : partie utilisée ; MoRe /moment de la récolte ; CC : condition de conservation ; PatS : pathologie soignée ou indication ; Hab : habitat et ou localisation ; NSc :
nom scientifique ; Vas : code herbier
- Proportion de patients soulagés ?………………….Proportion de patients guéris ?………………………….
- Quels sont les cas de récidive ?………………………………………………………………………………………………………..
- Connaissances ethnobotaniques
Pl. PU Mr Fa Po PE EL
Pl: Plante; PU: Partie Utilisée; Mr: Mode de Préparation; Fa: Forme et Voie d’administration; Po: Posologie; PE: Précautions d’emplois; EI: Effets Indésirables
ANNEXE II. Matériels de laboratoire, appareils, réactifs et solvants
I.1. Matériels et Appareils
Ampoules à décanter (100 mL) Micropipette
Ballon à fond plat Pipette gradué
Chronomètre Pipette pasteur
Pied à coulisse Bistouris
Gants en vrac Portoir
Micropipette et micro capillaire Plaque chromatographique
Pied gradué Béchers (50 mL, 100 mL et 250 mL)
Pissette Erlenmeyer
Spectrophotomètre UV Lampe UV
Tube à essai Boite de pétrie (BR452005-480EA, Brand)
Thermomètre Creusets
Microscope Incubateur
Etuve Four électrique (Naberthem, Germany/30 à 3000°C
Balance analytique
I.2. Réactifs et Solvants Frigo
Alcool isoamylique Ethyle acétate
Hydroxyde de sodium (NaOH) Méthanol
Quercétine Dichlorométhane
Chlorure ferrique Acide formique,
DPPH Acide acétique
Acide chlorhydrique Acétate de sodium
Acide acétique Ethanol
Copeaux de Magnésium Eau distillée
Acide picrique Toluène
Ether de pétrole Acide acétique glacial
Ethanol
ANNEXE III. Photos des herbiers
L. aegyptiaca E. abyssinica D. condylocarpon Local d’identification
ANNEXE IV. Résultats d’activité antioxydante
- Evaluation de l’activité antioxydante (%) des extraits en fonction de la concentration (µg/ml).
Conc. (µg/mL) QC LuCyF ErAbF ErAbT DiCoF DiCoT
100 99,15±0,2 96,79±0,2 99,82±0,2 98,82±0,5 98,82±0,2 96,63±0,2
50 94,61±0,2 92,09±0,5 94,94±0,5 87,71±0,7 96,63±0,2 91,07±0,7
25 89,39±0,5 88,38±0,5 90,06±0,2 81,81±0,5 90,67±0,2 82,15±0,5
12,5 75,42±0,2 79,29±0,5 79,79±0,5 75,08±0,2 81,64±0,7 68,85±0,2
6,25 66,32±0,2 63,97±0,7 67,84±0,2 66,32±0,2 73,90±0,7 59,76±0,2
3,125 54,88±0,7 54,54±0,5 57,74±0,7 52,02±0,8 57,74±0,2 53,70±0,7
1,5625 50,84±0,5 48,82±0,2 51,86±0,2 42,76±0,7 42,59±0,7 42,92±0,5
0,78125 39,39±0,5 31,14±0,7 40,57±0,2 33,83±0,5 32,32±0,5 27,94±0,2
0,390625 14,64±0,8 28,78±0,5 14,98±0,7 13,80±0,2 23,23±0,5 18,85±0,2
0,1953125 5,38±0,7 16,49±0,2 8,92±0,7 8,58±0,5 9,93±0,7 7,91±0,7
IC50 2,459 2,095 2,178 2,922 2,179 3,154
ANNEXE V. Courbes d’étalonnage de dosage de polyphénols et de flavonoïdes
ANNEXE VI. Calcul de doses
Pour L. cylindrica, 65 mg de matières sèche (2 poignée) /1,5 L donne une macération de 65 mgMS (matière sèche /1450 mL soit 89,65 mg MF/mL. En intégrant la posologie journalière qui est de 1 Verre (200 mL) x 3 /J (soit 600 mL/j) et le rendement de l’extraction qui est de 6,8
% (m/m), la dose journalière chez l’homme (DH) devient : 89,65 x 6,8 /100 mg d’extrait x 600 mL/mL/J/70kg = 52,25 mg.
Avec KmH=37 pour un homme de 70 kg et KmA pour Cavia porcellus = 8, la dose chez l’animal est : DA=52,25×37/8=241,65 mg/kg/j que nous avons ramené à 250 mg.
Pour E. abyssinica feuilles, 65 mg de MS (1poignée)/1,5L donne une décoction de
44,83×11,5/100×400/70= 29,45 mg
La DA= 29,45mg×37/8= 134 mg que nous ramené à 150 mg.
Pour E. Abyssinica écorces de tiges, 65 mg de MS (1poignée)/1,5L donne une décoction de
44,83×13/100×400/70= 33,3 mg
La DA= 33,3mg×37/8= 154 mg que nous ramené à 150 mg.
Pour D. condylocarpon Feuilles, 65 mg de MS (1poignée)/1,5L donne une décoction de
44,83×15,2/100×600/70= 58,4 mg
La DA= 58,4 mg×37/8= 154 mg que nous ramené à 270 mg.
Pour D. condylocarpon écorces de tiges, 65 mg de MS (1poignée)/1,5L donne une décoction de 44,83×9,1/100×600/70= 34,96 mg
La DA= 34,96 mg×37/8= 161 mg que nous ramené à 200 mg.
Securidaca longepedunculata (0,689), Musa × paradisiaca (0,642), Manihot esculenta (0,353), Jatropha curcas (0,314), Tetradenia riparia (0,306)