Mémoire présenté et défendu en vue de l’obtention du grade de PharmacienOption : Industrie et analyse des médicaments
Octobre 2024
B.P. 1825
Mémoire présenté et défendu en vue de l’obtention du grade de PharmacienOption : Industrie et Analyse des Médicaments
Directeur : BASHIGE CHIRIBAGULA Valentin
Professeur associé
Année Académique 2023-2024
A mon Père ECIBA MBOKO Lutho
Ce travail est le fruit d’un ensemble de connaissances scientifiques acquises et conjuguées par un effort, un apport matériel et moral d’un certain nombre d’intervenants dont chacun a mis la sienne pour parfaire sa construction.
Nous tenons également à remercier le professeur Bashigue Ciribagula Valentin d’avoir accepté de diriger ce travail. Nous vous adressons, cher Professeur, toute notre reconnaissance et nos sincères remerciements pour vos précieux conseils scientifiques, sans lesquels nous n’aurions pu mener ce travail à son terme.
Nous aimerions également remercier Monsieur l’assistant pharmacien BIAYI Ben pour son encadrement. Qu’il accepte notre témoignage de gratitude.
Nous tenons également à remercier les autorités de la faculté des sciences pharmaceutiques, le corps scientifique et académique pour leur contribution à la formation des futurs pharmaciens.
Nous sommes reconnaissants envers papa Makwasa pour son aide lors de l’identification de nos plantes.
Nous avons une pensée émue pour LUHANA ECIBA James, IBUNGU ECIBA Léoncy et ISAMBECO LY’ECIBA Jérôme, qui ont été pour nous un exemple de courage, de persévérance et d’honnêteté. Nous tenons également à remercier tous mes frères et sœurs pour leur soutien dans la réalisation de ce travail.
Nous adressons également nos remerciements à tous nos collègues et co-mémorants, chercheurs du savoir, avec qui nous avons partagé de grands plaisirs et moments difficiles de notre vie académique. Nous citons : Mutshini Antoine, Malonge Malgrinia, Kibala Chris. Que chacune et chacun trouvent l’expression de nos sentiments et de notre franche collaboration.
Nous tenons également à remercier toutes les personnes qui ont contribué, de près ou de loin, à la réalisation de ce travail. Nous vous adressons, à toutes et à tous, l’expression de notre profonde reconnaissance.
M. ECIBA Bénédict
Cassia abbreviata et Cassia siamea sont utilisés en médecine traditionnelle congolaise pour la prise en charge des plaies, malgré l’absence de preuves scientifiques confirmant leur efficacité biologique relative à cet usage. Cette étude a été réalisée non seulement en vue d’évaluer l’activité cicatrisante des extraits éthanoliques de leurs feuilles et écorces de tige, mais également pour évaluer leurs activités antioxydante, antiinflammatoire et antibactérienne, et déterminer leurs paramètres physicochimiques.
Matériel & Méthodes : L’activité cicatrisante a été évaluée par application locale de l’extrait sur une plaie chirurgicale induite par une entaille dorsale de 155 mm2 chez Mus musculus. L’activité anti-inflammatoire a été évaluée par un modèle de l’œdème de la patte postérieur induite par le formol. L’activité antibactérienne a été rendue possible grâce au test de diffusion sur disque et macro-dilution en tube, alors que l’activité antioxydante a été évaluée par le test au DPPH.
Résultats : Tous les extraits ont présenté des propretés cicatrisantes avec un gain de temps de cicatrisation allant de 1 à 7 jours selon l’extrait, les écorces tiges de C. siamea venant en première position. Ils disposent également d’une activité anti-inflammatoire, les écorces tiges de Cassia siamea sont les plus actif avec un T50 de 3 heures à une dose de 500 mgKg -1..
Les extraits ont notamment présenté l’activité antibactérienne modérée à l’exception des écorces tige de Cassia siamea qui ont présenté une forte activité (CMI : 7,8 à 500 μgmL-1 ; DZI : 11 – 23 mm) sur S. aureus, P. aeruginosa, K. pneumoniae, E. Coli et ce sont les écorces tiges de C. siamea qui sont les plus actives sur P. aeruginosa avec une CMI de 7,8 μgmL-1. Bien que tous les extraits aient présenté une forte activité anti radicalaire (CI50 : 2,46 à 2,59 μg/mL), les feuilles de C. siamea ont présentée l’activité la plus élevée. Leur profil physico-chimique renseigne qu’ils ont des taux de cendres totaux qui se situent entre 3,31 et 13,55%.
Conclusion : Les résultats indiquent que ces plantes possèdent des propriétés significatives capable à favoriser la cicatrisation des plaies, à neutraliser les radicaux libres, à réduire l’inflammation et à combattre les infections bactériennes.
Ces recherches pourraient ouvrir la voie vers de nouvelles approches phytothérapeutiques, contribuant ainsi à une meilleure intégration des remèdes naturels dans les soins de santé contemporains.
Mots-clés : plaie, antioxydant, Mus musculus.
Cassia abbreviata and Cassia siamea are used in traditional Congolese medicine to treat wounds, despite the lack of scientific evidence confirming their biological efficacy for this use. This study was carried out not only to assess the wound-healing activity of ethanolic extracts of their leaves and stem barks, but also to evaluate their antioxidant, anti-inflammatory and antibacterial activities, and to determine their physicochemical parameters.
Materials & Methods: Physico-chemical screening was made possible by classical methods based on gravity, staining, precipitation and foam formation. Hydroalcoholic extracts, obtained by maceration, were used to assess healing activity by topical application to excision-induced wounds (155 mm²) in Mus musculus mice. Anti-inflammatory activity was assessed in vivo by per os administration of 250 and 500 mg/kg body weight of Mus musculus, whose hind paw was oedematous by application of a 1% formalin solution. Antibacterial activity was assessed by disc diffusion and macro-dilution in tubes, while antioxidant activity was assessed by the DPPH test.
Results: All the extracts showed healing properties with a gain in healing time ranging from 1 to 7 days depending on the extract, with C. siamea stem bark coming out on top. They also have antiinflammatory activity, Cassia siamea stem bark being the most active with a T50 of 3 hours at a dose of 500 mgKg -1.
The extracts showed moderate antibacterial activity with the exception of Cassia siamea stem bark, which showed high activity (MIC: 7.8 to 500 μgmL-1; DZI: 11 – 23 mm) on S. aureus, P. aeruginosa, K. pneumoniae, E. Coli and C. siamea stem bark was the most active on P. aeruginosa with a MIC of 7.8
μgmL-1
. Although all the extracts showed strong anti-free radical activity (IC50: 2.46 to 2.59 μg/mL), C. siamea leaves showed the highest activity. Their physico-chemical profile indicates that they have total ash levels ranging from 3.31 to 13.55%.
Conclusion: The results indicate that these plants have significant properties capable of promoting wound healing, neutralising free radicals, reducing inflammation and fighting bacterial infections.
This research could pave the way for new phytotherapeutic approaches, contributing to a better integration of natural remedies into contemporary healthcare.
Key words: wound, antioxidant, Mus musculus.
IN MEMORIAM …………………………………………………………………………………………………………. I
REMERCIEMENTS ………………………………………………………………………………………………….. II
RÉSUMÉ …………………………………………………………………………………………………………………. III
ABSTRACT …………………………………………………………………………………………………………….. IV
SOMMAIRE …………………………………………………………………………………………………………….. V
LISTE DES ABBREVIATIONS ……………………………………………………………………………… VIII
LISTE DES FIGURES ………………………………………………………………………………………………. IX
LISTE DES TABLEAUX …………………………………………………………………………………………… X
INTRODUCTION ………………………………………………………………………………………………………. 1
Revue Systematique sur les connaissances éthnomedicinaux, phytochimiques et biologiques de
Cassia abbreviata et Cassia siamea ………………………………………………………………………………. 4
I.1. Cassia abbreviata Olive. (Fabaceae) ……………………………………………………………………. 5
I.1.1. Dénominations internationales ………………………………………………………………………. 5
I.1.2. Taxonomie ………………………………………………………………………………………………….. 6
I.1.3. Synonymes ………………………………………………………………………………………………….. 6
I.1.4. Description botanique …………………………………………………………………………………… 6
I.1.5. Habitat et distribution géographique ………………………………………………………………. 7
I.1.6. Constituants Chimiques ………………………………………………………………………………… 7
I.1.7. Structures chimiques des composés isolés chez Cassia abbreviata …………………… 10
I.1.8. Connaissances ethnomédicales …………………………………………………………………….. 10
I.1.9. Caractères physico-chimique de la drogue …………………………………………………….. 12
I.1.10. Ethnopharmacologie …………………………………………………………………………………. 12
I.1.11. Standardisation ………………………………………………………………………………………… 12
I.1.12. Etudes cliniques ……………………………………………………………………………………….. 12
I.1.13. Toxicité …………………………………………………………………………………………………… 12
I.2. Cassia siamea Lam (Fabaceae) ………………………………………………………………………….. 13
I.2.1. Dénominations internationales …………………………………………………………………….. 13
I.2.2. Taxonomie ………………………………………………………………………………………………… 14
I.2.3. Synonymes ………………………………………………………………………………………………… 14
I.2.4. Description botanique …………………………………………………………………………………. 14
I.2.5. Distribution géographique …………………………………………………………………………… 15
I.2.6. Constituants Phytochimiques identifiés (isolés) au sein de Cassia siamea. ………… 16
I.2.7. Structures chimiques des composés isolés (identifiés) chez Cassia siamea ………. 17
I.2.8. Connaissances ethnomédicales …………………………………………………………………….. 17
I.2.9. Caractères Physico-chimique de la drogue …………………………………………………….. 18
I.2.10. Ethnopharmacologie …………………………………………………………………………………. 18
I.2.11. Standardisation ………………………………………………………………………………………… 19
I.2.12. Etudes clinique ………………………………………………………………………………………… 19
1.2.13. Toxicité ………………………………………………………………………………………………….. 19
1.2.8. Microscopie ………………………………………………………………………………………………. 19
Chapitre 2 ………………………………………………………………………………………………………………… 21
Cadre experimental, matériel, méthodes et protocoles …………………………………………………… 21
2.1. Cadre expérimental ………………………………………………………………………………………. 21
2.1.2. Matériel végétal ………………………………………………………………………………………… 22
2.1.3. Modèle animal ………………………………………………………………………………………….. 22
2.1.4. Souches bactériennes …………………………………………………………………………………. 22
II.1.6. Récolte, identification et traitement physique des échantillons ……………………….. 23
II.1.6.7. Test d’évaluation de l’activité antioxydante ………………………………………………. 30
II.1.7. Criblage Phytochimique …………………………………………………………………………….. 30
Chapitre 3 ………………………………………………………………………………………………………………… 36
Résultats et discussion ……………………………………………………………………………………………….. 36
II.2.1. Activité cicatrisante d’extraits éthanoliques de C. abbreviata et C. siamea ………. 36 II.2.2. Activité Anti-inflammatoire ……………………………………………………………………….. 45
II.2.3. Activité antimicrobienne ……………………………………………………………………….. – 48 –
II.2.5. Criblage phytochimique préliminaire ………………………………………………………. – 52 –
II.2.6. Taux en Polyphénols, flavonoïdes et tannins totaux de C. abbreviata et C. siamea – 54 –
II.2.6. Caractéristiques physico-chimiques de drogues C. abbreviata et C. siamea …. – 55 –
CONCLUSION ……………………………………………………………………………………………………. – 59 –
REFFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES ……………………………………………………………….. – 60 –
ANNEXES ……………………………………………………………………………………………………………… TT
Annexe I. Matériel et Appareils, Réactifs et solvants ………………………………………………………. a
I.1. Matériel & Appareils ………………………………………………………………………………………….. a
Annexe II. Courbe d’étalonnage de l’acide gallique et de la quercétine ……………………………… b
AAI : Activité anti-inflammatoire AAO : Activité antioxydante
CC : Cendre Chlorhydrique
CT : Cendre Totale
Cnég : Contrôle négatif CMI : Concentration Minimale Inhibitrice
CMB : Concentration Minimale
Bactéricide
Cpos : Contrôle positif
DDPH : 2,2-Diphényl-1-picrylhydrazyl
DZI : diamètres de zones d’inhibition DMSO : Diméthyle sulfoxyde
F : Feuilles FIC : Concentration inhibitrice de fraction FT : Flavonoïdes totaux
H : Hygroscopique
INERA : Institut National d’Etudes et Recherches Agronomiques
MH : Mueller Hinton NH : Non Hygroscopique
MS : Matière Sèche
NC : Non caractéristique
PA : Poids de drogue
PC : Performance de Cicatrisation
PCP : Pourcentage de Contraction des Plaies
PD : Perte à la Dessiccation
PE : Prise d’Essai
TH : Très Hygroscopique
CAF : Extrait Cassia abbreviata Feuilles CSF : Extrait Cassia siamea feuilles
CAT : Extrait Cassia abbreviata tiges CST : Extrait Cassia siamea tiges
Figure 1. Morphologie de Cassi abbreviata, (a) feuilles et (b) plante entières …………………….. 5 Figure 2. Répartition géographique de Cassia abbreviata (Cassia abbreviata Oliv) ( | Plantes du
monde en ligne | Kew Science) …………………………………………………………………………………….. 7 Figure 3. Compounds 1-28 tiré de Cassia abbreviata ……………………………………………………… 9
Figure 4. Structures chimiques des composés isolés (isolés) chez Cassia abbreviata. ……….. 10
Figure 5. Morphologie de Cassia siamea, (a) feuilles et (b) plantes entières, récolté a kipopo le 09 Mars 2024 (Latitude : S11,5860685° ; Longitude : E27,4169095°) …………………………………
Figure 6. Distribution géographique de Cassia siamea (Fabaceae)…………………………………… 16 Figure 7. Coupe transversal des feuilles de Cassia siamea, (a) stomates, (b) surface abaxiale, (c) surface adaxial, (d) stomates paracytaires, (e) numero de l’ilot veineux et numéro de
determination de la veine. ………………………………………………………………………………………….. 20
Figure 8. Reaction de réduction du DPPH par un antioxydant (Chimactiv, 2020) ……………… 23
Figure 9. (1) Amoxyciline, (2) Ac Clavulanique, (3) (Norfoxacin, (4) Quercetine, (5)
Diclofenaque, (6) Asiaticiside …………………………………………………………………………………….. 24
Figure 10. Profil de variation pondérale des souris après induction de l’œdème par le formol
puis le traitement par les extraits. ………………………………………………………………………………… 39
Figure 11. Aspect macroscopique Scoré (a), gain de temps de cicatrisation (b), temps de
cicatrisation (c) et indice du temps de cicatrisation médian (d). ………………………………………. 48
Figure 12. Courbes concentrations des extraits C. abbreviata feuilles (A), de C. abbreviata écorces de tige (B), de C. siamea feuilles (C), de C. siamea écorces de tiges (C), la réponse de la quercétine (E) et Activité antioxydante sous forme de CI50 (F). …………………………….. – 51 –
Tableau I. Appellation de cassia abbreviata …………………………………………………………………… 5
Tableau II. Constituants phytochimiques identifiés (isolés) au sein de Cassia abbreviata …….. 8
Tableau III. Usages médicaux de Cassia abbreviata en médecine alternative. …………………… 11
Tableau IV. Constituants phytochimiques identifiés au sein de senna siamea …………………… 16
Tableau V. Usages médicaux de senna siamea en medecina alternative : …………………………. 17
Tableau VI. Donnée toxicologique de Cassia siamea ……………………………………………………. 19
Tableau VII. Répartition des échantillons en groupe ……………………………………………………… 25
Tableau VIII Critères d’évaluation de l’aspect macroscopique des plaies ………………………… 26
Tableau IX. Répartition des échantillons en groupe ………………………………………………………. 27
Tableau X. Examens visuels ……………………………………………………………………………………… 33
Tableau XI. Effets des extraits éthanoliques de Phyllanthus muellerianus & Phyllanthus
ovalifolius sur l’œdème de la patte induite par le formol 1% ………………………………………… 34
Tableau XII. Diamètres d’inhibitions (mm) d’extraits sur les différentes souches bactériennes
……………………………………………………………………………………………………………………….. 39- 48 –
Tableau XIII. Catégorisation d’effets des extraits en fonction des CMI et CMB …………… – 49 –
Tableau XIV. Profil phytochimique par des réactions en solution ………………………………. – 52 – Tableau XV. Contenu en polyphénol, flavonoïde et tanin totaux des extraits C. abbreviata et C.
siamea …………………………………………………………………………………………………………………. – 54 –
Tableau XVI. Examens visuels des poudres des plantes sélectionnées. ……………………….. – 55 –
Tableau XVII. Paramètres Physico-Chimiques de 2 plantes ………………………………………. – 57 –
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Une plaie est une effraction cutanée traumatique. Il existe divers types de plaies : plaie superficielle, plaie profonde, plaie franche, plaie tangentielle, plaie par écrasement, plaie par haute pression, plaie balistique, plaie par morsure et plaie par piqûre [1].
Les plaies constituent un problème de santé publique, en particulier les plaies chroniques. Leur prise en charge représente un coût considérable, car elle exige une longue et coûteuse période de traitement. Environ 1 à 2 % de la population générale souffre de plaies chroniques, mais ce chiffre peut atteindre 10 à 20 % chez les personnes âgées, en particulier celles vivant en institution. Les plaies chroniques peuvent entraîner des infections graves, des amplifications et même augmenter le risque de mortalité, surtout chez les patients âgés ou ceux ayant des comorbidités. Ces patients souffrent souvent de douleurs chroniques, d’une mobilité réduite et d’une détérioration de leur qualité de vie [2].
La gestion des plaies reste confrontée à des barrières sociales, économiques et infrastructurelles. Sa prise en charge est difficile en raison de la multitude des facteurs qui en sont à l’origine [3]. Les thérapeutiques disponibles sont nombreuses, mais la plupart sont coûteuses et de moins en moins efficaces [2] ; ce qui entraîne un retard considérable dans la prise en charge hospitalière, l’aggravation et la chronicisation des plaies [4]. La cicatrisation est le phénomène physiologique qui permet de rétablir la continuité de la peau ainsi que ses fonctions. Plusieurs stratégies de cicatrisation des plaies sont connues de nos jours, parmi lesquelles la suture et les produits pharmaceutiques de synthèse. Cependant, malgré l’existence de ces produits pour cicatriser les plaies, des échecs thérapeutiques sont observés [1]. Afin de prévenir et traiter cette pathologie courante, la médecine traditionnelle apparaît comme une alternative thérapeutique de choix auprès de la population [14].
Le traitement des plaies en médecine traditionnelle a évolué au fil des siècles, intégrant connaissances empiriques et découvertes scientifiques. Aujourd’hui, l’intérêt croissant se porte sur la combinaison de ces approches afin d’améliorer les résultats cliniques et de respecter les pratiques culturelles. La médecine traditionnelle possède un arsenal de plantes réputées cicatrisantes, dont font partie Cassia abbreviata et Cassia siamea. [22]. Les activités antioxydantes, antimicrobiennes et anti-inflammatoires jouent un rôle significatif dans le processus de cicatrisation des plaies. Les antioxydants neutralisent les radicaux libres, réduisant ainsi le stress oxydatif qui peut retarder la cicatrisation. En protégeant les cellules des dommages, les antioxydants favorisent une meilleure régénération des tissus, ce qui est crucial pour une cicatrisation efficace. Leur action antimicrobienne aide à prévenir les infections, qui sont l’un des principaux obstacles à une cicatrisation rapide. Une infection peut entraîner une inflammation prolongée et des complications. Une inflammation chronique ou excessive peut retarder la cicatrisation. Ces propriétés aident à moduler la réponse inflammatoire, permettant une transition vers la phase de réparation. Une inflammation contrôlée est essentielle pour permettre aux cellules (comme les fibroblastes et les kératinocytes) d’atteindre le site de la plaie et de participer au processus de cicatrisation [3].
C’est dans ce contexte que s’inscrit notre travail, dont l’objectif général a consisté à améliorer la santé des patients, surtout ceux qui souffrent de plaies chroniques. Ces espèces ont été choisies en fonction de l’existence de recettes exploitées dans le traitement des plaies en médecine traditionnelle lushoise. Nous avons également voulu vérifier si ces plantes disposaient d’un potentiel anti-inflammatoire sur les souris blanches et d’un potentiel antioxydant et antibactérien sur Pseudomonas aeruginosa, Staphylococcus aureus, Klebsiella pneumoniae et Escherichia coli, quatre germes étant les plus incriminés dans les infections de plaies [7]. L’étude s’inscrit donc dans l’optique globale de contribuer à la prise en charge des plaies.
Cette étude comporte deux parties : la première présente de manière globale la monographie sur Cassia abbreviata et Cassia siamea en abordant leurs différents usages médicaux et ethnopharmacologiques ; la seconde partie aborde l’approche méthodologique suivie, les résultats obtenus et une discussion concomitante.
Cassia L. est un grand genre de plantes à fleurs (Fabaceae) qui comprend trois sous-genres : Cassia L., Senna Mill. et Chamaecrista Moench. Récemment, chacun de ces sous-genres a été transformé en genre à l’aide de caractères moléculaires, notamment des marqueurs d’ADN. Selon des études sur les remèdes traditionnels, les espèces les plus couramment utilisées de ces genres sont Cassia fistula du genre Cassia, Senna alexandrina Mill. Senna italica Mill, Senna occidentalis (L.) Link, Senna tora (L.) Roxb. Du genre Senna, et Chamaecrista absus (L.) H.S. Irwin & Barneby du genre Chamaecrista. De nombreux composés phytochimiques, notamment des anthraquinones, des naphtopyrones, des dérivés du naphtalène, des alcaloïdes et des flavonoïdes, ont été identifiés comme des constituants clés de ces plantes. Traditionnellement, ces espèces sont principalement utilisées pour le traitement des troubles gastro-intestinaux, des problèmes de peau, des maladies respiratoires et de la jaunisse. Un large éventail d’activités pharmacologiques, notamment des propriétés antimicrobiennes, anti-inflammatoires, antioxydantes, antidiabétiques, anti-ulcéreuses, hypolipidémiques, anti-athérosclérotiques et hépatoprotectrices, ont été rapportées pour ces espèces dans la médecine moderne. Les propriétés médicinales de ces espèces ont été présentées pour la première fois par Dioscoride (40-90 CE), le père de la pharmacologie, dans De Materia Medica. Par la suite, les effets médicinaux de certaines de ces espèces ont été rapportés dans plusieurs textes médicaux de référence tels que le Canon de la médecine d’Avicenne. Depuis 1994, les gousses et les feuilles de Senna alexandrina figurent dans les « Monographies de la Commission E ». Certaines espèces figurent également dans plusieurs pharmacopées, notamment la Iranian Herbal Pharmacopeia, la British Pharmacopeia et la United States Pharmacopeia [35].
Les études phytochimiques du genre Cassia démontrent la présence de plus de 200 composés chimiques, dont des alcaloïdes pipéridiniques, des dérivés d’anthracène (anthraquinones), des flavonoïdes, des triterpénoïdes pentacycliques, des stérols, des phénylpropanoïdes et des γnaphtopyrones. La littérature a montré que les anthraquinones et les flavonoïdes étaient les principaux métabolites secondaires de ce genre. Cependant, certaines plantes Cassia, riches en anthraquinones, présentent encore des propriétés toxiques [10].
Ce chapitre reprend les connaissances ethnobotaniques, biologiques, ethnomédicinales et phytochimiques antérieures de Cassia abbreviata et Cassia siamea.
I.1. Cassia abbreviata Olive. (Fabaceae)
ⓑ
Figure 1. Morphologie de Cassi abbreviata, (a) feuilles et (b) plante entières
Légende – Taxon récolté à Mikembo le 25 janvier 2024 à 13h (Latitude : S 11°30’18,20448 ; Longitude : E 27°40’10,92684).
I.1.1. Dénominations internationales
Divers noms vernaculaires sont attribués à Cassia abbreviata selon le pays et ou les peuples qui utilisent le taxon. Ainsi son nom peut varier selon que nous sommes en RDC, en Afrique du Sud, au Zimbabwe, ou en Tanzanie (Tableau I).
Tableau I. Appellation de Cassia abbreviata
Pays Appellation Ethnie Source
RDC Musonkasonka Bemba [5]
Mozambique Lumanyama Changana [5]
Afrique du Sud Olumanya Tsonga [5]
Zimbabwe Muveneka Guruve [5]
Tanzanie Nyiwa Moratu [5]
Tanzanie Mahemba NR [5]
Botswana Monepenepe NR [5]
Kenya Maladesi Kamba [5]
Angola Mutchankachaca Ossakasaka [5]
Zambie Mululwe NR [5]
NR : Non rapporté.
I.1.2. Taxonomie
L’espèce Cassia abbreviata est un membre du règne de Plantea ; à la division de
Magnoliophyta, à la classe de Magnoliopsida de la famille de Fabacée, sous famille de Rosidae. [6]
I.1.3. Synonymes
Cassia abbreviata est rapporté dans la littérature sous un synonyme homotypique et six synonymes hétérotypiques suivants : Cassia granitica Baker, Cassia abbreviata subsp, Cassia abbreviata var, Cassia atroreticulata, Cassia bequaertii, Cassia droogmansiana De Wild (Steinmetz, 2021).
I.1.4. Description botanique
Cassia abbreviata est un arbuste à tige unique ou un petit arbre de 2 à 15 m avec un canopée ronde moyenne. Écorce grise à brune, très rugueuse sur les arbres plus âgés. Jeunes rameaux glabres, pubescents ou pubéruleux. Feuilles à pétiole et rachis (5-25 cm de long) églanduleuses. Dépliants en 5-12 paires, pétiolées, ovales-elliptiques à oblongues-elliptiques, parfois elliptiqueslancéolées, de 1 à 7,5 cm de long, 0,8 à 4,5 cm de large, arrondies à obtuses ou subaiguës à l’apex, généralement pubescente ou pubérulente. [7]
Fleurs parfumées, grappes de 0,5 à 9 cm de long. Bractées persistantes pendant les fleurs sont ouverts. Pétales jaunes, 1,5-3,5 cm de long, 0,7-1,8 cm de large. Étamines 10 ; filaments de 3 chacun avec une courbure en S près de la base et un renflement à mi-chemin sur toute leur longueur. Gousses cylindriques, de 30 à 90 cm de long, de 1,5 à 2,5 cm de diamètre, de veloutées à glabre et noirâtre, cloisonné transversalement mais non longitudinalement à l’intérieur. Graines noyées dans la pulpe, brun-noir, 9-12 x 8-9 x 3 mm. D’après la taille des pétales, la pubescence et la répartition géographique sous-espèces, à savoir abbreviata Brenan, beareana (Holmes) Brenan et kassneri (Bak. f.) Brenan est reconnu pour C. abbreviata.
I.1.5. Habitat et distribution géographique
Cassia abbreviata est une espèce endémique de Botswana Bande de Caprivi, Kenya Malawi Mozambique Namibie Provinces du Nord, Somalie Swaziland Tanzanie Zambie Zaïre, Zimbabwe (fig. 2).
Source :
Figure 2. Répartition géographique de Cassia abbreviata Oliv.
I.1.6. Constituants Chimiques
L’analyse phytochimique des différents extraits de C. abbreviata a révélé la présence de différents groupes bioactifs tels que les tanins, les phénols, les saponines, les alcaloïdes, les flavonoïdes et les stéroïdes qui forment le système de défense des plantes. [22]
Des alcaloïdes étaient présents dans les extraits méthanoliques des fleurs, des graines et de la pulpe de C. abbreviata. Des flavonoïdes, des tanins et des phénols ont été détectés dans tous les extraits méthanoliques des différentes parties aériennes de C. abbreviata. Les coumarines n’ont été détectées que dans les extraits bruts de graines de dichlorométhane de la plante, tandis que les saponines n’étaient présentes que dans les extraits d’éther de pétrole. Des stéroïdes ont été trouvés dans tous les extraits, sauf dans les extraits méthanoliques de feuilles de C. abbreviata.
Tableau II. Constituants phytochimiques identifiés (isolés) au sein de Cassia abbreviata
PU Groupe phytochimique Composé(s) bioactif(s) Source
ET Tanins
Catéchines et les procyanidines [51]
F
Acides phénoliques Acide quinique, citrique, dihydroxybenzoïque, 3-Ocaféoylquinique et 5-Ocaféoylquinique [51]
F Coumarine Hydroxycoumarine [51]
F
glycosides flavonoïdes esters de kaempférol et de quercétine [51]
F acides gras acide hydroxy octadécatriénoïque, dérivé de l’acide palmitique [51]
quercétine-O-dirhamnosyl-
F
glycosides
dequercétine
glucoside/galactoside, quercétine-O-glucoside, quercétineO-pentoside (arabinoside), quercétine-Oglucuronide [51]
R Suroside (1)
Suramide(2)
Alpinumisoflavone (3) [51]
métabolite de la wighteone (4) acide oléanolique (5) β-sitostérol (6)
β-sitostérol-3-O-β-Dglucopyranoside (7)
épi-ѱ-
taraxastanolone (8)
Légende : (NR) Non rapporté, PU : Partie utilisée, ER : écorces de racines, ET : écorces de tige, F : Feuilles, R : Racines. ME : Matière extractible.
L’analyse phytochimique a montré que C. abbreviata a une vaste liste de constituants phytochimiques. Cependant, une meilleure concentration a été obtenue avec de l’éthanol qu’avec de l’eau pour la plupart des composés phytochimiques. Cette observation peut être attribuée aux différences de polarité entre l’éthanol et l’eau. Un autre facteur qui pourrait avoir influencé les résultats est que les phénols sont dégradés par le phénol oxydase dans les extraits aqueux mais pas dans l’éthanol, de sorte que les phénols peuvent être présents à des concentrations plus élevées dans les extraits d’éthanol. [27]
La plante C. abbreviata contient une large gamme de constituants phytochimiques. Selon sur le solvant utilisé pour l’extraction, diverses compositions de composés phytochimiques sont obtenu dans chaque partie de l’arbre. Cependant, l’extraction à l’éthanol a montré une meilleure concentration qu’avec de l’eau pour la plupart des composés phytochimiques.
I.1.7. Structures chimiques des composés isolés chez Cassia abbreviata
Figure 3. Quelques composés isolés de Cassia abréviation. 1 : 2,3-dihydro-5-hydroxy-8méthoxy-2-(4-méthoxyphényl)chrom4-one ;2 :2,4-trans-7,4′-dihydroxy-4 méthoxyflavane ;3 :3,7,4-trihydroxyflavane-(4ẞ→8)-3,5,7,4′-tétrahydroxyflavane-(36)3,5,7,2 pentahydroxyflavane (cassinidine; 4 : 3,7,2,4-tétrahydroxyflavane-(40-8)-3,5,7,4’tétrahydroxyflavane-(40→6)3,5,7,2,4-1.
I.1.8. Connaissances ethnomédicales
C. abbreviata est une plante possédant des propriétés médicinales. D’un point de vue pharmacologique, il est antimicrobiens, antipaludéens, anthelminthiques, propriétés anti radicalaires et antidiabétiques. Ces propriétés pourraient être attribués à une variété des groupes phytochimiques que contient la plante. Notamment, les alcaloïdes, tanins, anthraquinones, flavonoïdes et polyphénols. Cette espèce végétale est utilisée dans de nombreuses communautés africaines pour ses vertus médicinales.
En Afrique du Sud et au Botswana, le macéré de la racine de C. abbreviata est utilisé pour laver le sang sale, en référence à une femme qui a fait une fausse couche et qui a besoin d’être nettoyée [10]. En Tanzanie, il est communément appelé « Mahemba » et la décoction de la racine est bue contre les douleurs abdominales, la dysenterie, la fièvre, le paludisme, les hernies, les plaies, la syphilis, l’impuissance et les morsures de serpent [10]. Au Mozambique, une décoction d’écorce de racine peut être prise par voie orale pour traiter la diarrhée [51].
La littérature accessible montre que Cassia abbreviata est une espèce végétale utilisée dans de nombreuses communautés africaines pour ses vertus médicinales.
Tableau III. Usages médicaux de Cassia abbreviata en médecine alternative.
PU Indication Préparation Région (Pays) Source
ER Diabète Décoction NR(Afrique du Sud) [8]
ET Diabète Sucré Décoction Limpopo (Afrique du Sud) [8]
ET Paludisme Infusion Guruve (Zimbabwe) [8]
Fr Bronchite Décoction NR (Angola) [8]
F Paludisme Décoction NR (Kenya) [8]
F Diabète Décoction Est (Kenya) [8]
F Paludisme Infusion Chipinge (Zimbabwe) [10]
R Aphrodisiaque Voie Orale Centre Sud (Zimbabwe) [8]
R Dysenterie Macération Muda(Mozambique) [8]
R Abortif Infusion Harare (Mozambique) [8]
R Constipation Décoction Nhema (Zimbabwe) [8]
R MST Décoction Chiawa (Zambie) [8]
R Toux Infusion Province du Sud (Zambie) [8]
R Syphilis Décoction Tabora (Tanzanie) [8]
R Candidose Décoction Morogoro(Tanzanie) [10]
R Diarrhée Décoction Canhan (Mozambique) [10]
PU : Partie utilisée, ER : écorces de racines, ET : écorces de tige, F : Feuilles, Fr : Fruit, R :
Racines, MST : Maladies sexuellement Transmissibles NR : Non Rapporté.
I.1.9. Caractères physico-chimique de la drogue
Données non disponibles
I.1.10. Ethnopharmacologie
Données non disponibles
I.1.11. Standardisation
Donnés non disponibles
I.1.12. Etudes cliniques
Données non disponibles
I.1.13. Toxicité
Les extraits de méthanol de la racine ont montré une toxicité élevée dans un test de létalité sur des artémias, avec une CL50 de 12,7 µg/ml à une limite de confiance de 95 % variant de 8,1 à
19,8 % [10]. Cependant, les extraits d’éthanol de la même partie de la plante se sont révélés moins toxiques, affichant une CI50 de 39,6 avec une limite de confiance similaire, comprise entre 27,3 et 57,6 [10]. Les extraits d’éthanol de racine n’ont pas montré de cytotoxicité sur une plage de concentrations de 0,0001 à 1000 µg/ml en utilisant les PBMC comme système expérimental et ont montré un indice thérapeutique de > 9,8. Les extraits aqueux d’écorce de tige n’ont montré aucune toxicité sur la croissance du modèle fibrotique lorsqu’ils ont été appliqués à une dose comprise entre Mongalo et Mafoko [38].
I.2. Cassia siamea Lam (Fabaceae)
ⓐ
Figure 4- Cassia Siamea : feuilles (a) et morphologie (b) récolté à Kipopo le 9 Mars 2024 (Latitude : -11, 5860685° ; Longitude : 27, 4169095°).
I.2.1. Dénominations internationales
Divers noms vernaculaires sont attribués à Cassia siamea selon la communauté où le taxon est utilisé (Tableau IV).
Tableau IV. Dénominations internationales de Cassia siamea
Pays Appellation Ethnie Source
RDC
Kasia Elombe
Muti a bintutu
Mutarabanyi Lega
Ngbetu
Yanzi
Shi [10]
[10]
[11]
Tanzanie Msaji
Msangati NR
NR [10]
Sierra Leone Shekuture Cibemba [23]
Togo Accasia
Zangaria
Zangarati NR
NR
Mina [23]
Burkina-Faso Kassia Moore [23]
Bénin Kassia Goun [23]
Kenya Oyieko
Ndege owimonyeko Luo
Makueni [23]
Nigéria Kasia Okeigbo [23]
Ouganda Gasia seed Kisoro [23]
Ghana Zagara tsi Adangbe [23]
Mali Acacia Bambara [23]
Légende : NR : Non rapporté.
I.2.2. Taxonomie
L’espèce Cassia siamea est un membre du règne Plantea ; à la division de Magnoliophyta, à la classe de Magnoliopsida de la famille de Fabacée, sous famille de Rosidae, ordre Fabales. [15]
I.2.3. Synonymes
Cassia siamea est rapporté dans la littérature sous deux synonymes homotypiques et six synonymes hétérotypiques suivants : Cassia arayatensis, Cassia arborea Macfad, Cassia florida Vahl, Cassia gigantea DC, Senna siamea, Cassia sumatrana Roxb, Chamaefistula gigantea G.Don, Sciacassia siamea (Lam.), Sciacassia siamea (Lam). [14].
I.2.4. Description botanique
Senna siamea est un arbre à feuilles persistantes de taille moyenne pouvant atteindre 18 m de haut, avec un tronc droit pouvant atteindre 30 cm de diamètre ; fût court, couronne généralement dense et arrondi au début, devenant ensuite irrégulier et s’étalant avec branches tombantes. Écorce grise ou brun clair, lisse mais devenant légèrement fissuré avec l’âge. Le système racinaire est constitué de quelques racines épaisses, qui poussent jusqu’à profondeur considérable et un tapis dense de radicelles dans les 10 à 20 premiers cm de sol, qui peut atteindre une distance de 7 m de la tige en 1 an et éventuellement une distance allant jusqu’à 15 m.
Feuilles alternes, composées pennées, de 23 à 33 cm de long, avec un axe élancé, vert rougeâtre, teinté ; folioles 6-12 paires sur tiges courtes de 3 mm, oblongues, 3-7 cm de long, 12-20 mm de large, arrondis aux deux extrémités, avec une petite pointe de poils. [15]
Les grappes de fleurs sont dressées aux extrémités des rameaux, grandes ramifiées, de 20 à 30 cm. de long, 13 cm de large, avec de nombreuses fleurs jaune vif de 3 cm de diamètre, pentamère ; sépales imbriqués, obtus au sommet ; pétales inférieurs à hétéromorphe, jaune ; étamines 10, accrescentes vers le côté abaxial de la fleur ; filaments droits et pas plus de deux fois plus longs que les anthères ; ovaire supère, linéaire et courbé.
Gousses nombreuses, longues, étroites, 5-25 cm de long, 12-20 mm de large, plates, foncées marron, en forme de sangle, stipité, cylindrique à comprimé, déhiscent, à cloisons entre les nombreuses graines ; les graines sont en forme de haricot, brillantes et foncées marron, 8 mm de long, avec une aréole distincte. [16]
I.2.5. Distribution géographique
Cassia siamea est endémique de l’Asie du sud Est dans les pays ci-après :
Sa distribution géographique correspond aux pays suivants dont la plante est endémique :
Angola, Bangladesh, Bénin, Brésil, Burkina, Burundi, Cameroun, République centrafricaine, Tchad, Colombie, Comores, Éthiopie, Ghana, Guinée, Côte d’Ivoire, Laccadive Is., Îles Sousle-Vent., Libéria, Malawi, Mali Mariannes, Mauritanie, Maurice, Mozambique, Niger Nigéria, Pakistan, Philippines, Sénégal Sierra Leone La société est., Soudan, Swaziland Togo Trinitéet-Tobago, Ouganda, Zambie, République démocratique du Congo et Zimbabwe (Figure 4).
Figure 3. Distribution géographique de Cassia siamea (Fabaceae)
I.2.6. Constituants Phytochimiques identifiés (isolés) au sein de Cassia siamea.
Tableau V. Constituants phytochimiques identifiés au sein de Cassia siamea
PU Groupe Composé (s) bioactif (s) ME Source phytochimique (%)
ET Flavonoïdes, NR [15] Polyphénols,
Glycosides,
Saponines,
Alcaloides
Tannins NR [15]
F Flavonoïdes NR [15]
Anthocyanes, coumarines, quinones NR [35]
Flavonoïdes NR [15]
stéroïdes, terpénoïdes NR [15]
NR : Non rapporté, PU : Partie utilisée, ER : écorces de racines, ET : écorces de tige, F : Feuilles, R : Racines. ME : Matière extractible
I.2.7. Structures chimiques des composés isolés (identifiés) chez Cassia siamea
Figure 5 : Quelques composés isolés de Cassia siamea : 1. Barakol, 2. Cassiarin A, 3. Cassiarin B, 4. Cassiarin K, 5. Cassiarin F, 6. Cassiarin J, 7. Cassiarin G, 8. Anhydrobarakol, 9.
Cassiadinine, 10. Chrobisiamone A, 11. Cassiarin H.
I.2.8. Connaissances ethnomédicales
Cassia siamea est une espèce végétale utilisée dans de nombreuses communautés africaines pour ses vertus médicinales (Tableau VI).
Tableau IVI. Usages médicaux de Cassia siamea en medecina alternative :
PU Indication Préparation Région (Pays) Source
ET Paludisme Macération NR(Bénin) [8]
Constipation Décoction Kamuli,
Nakapiripiri (Ouganda) [17]
ET Paludisme Infusion Ondo (Nigéria) [8]
PU Indication Préparation Région (Pays) Source
ET Helminthiases NR NR(Togo) [9]
F Ascaridiose Décoction NR (Mali) [8]
F Lavement NR NR (RDC) [9]
F Ascardiose Décoction NR(Togo) [11]
F Toux Décoction NR (Cote D’ivoire) [8]
Fl 1 poignée de
Fleurs NR(Burkina) [9]
F Rubéole Décoction Ngaoundere (Cameroun) [7]
F Rougeole NR Sardauna (Nigeria) [8]
F Infections de la peau NR Sardauna (Nigeria) [9]
F Infections oculaires Décoction Sardauna (Nigeria) [9]
F Sclérose en plaque Décoction Ngaoundere (Cameroun) [8]
F Constipation Infusion Siaya (Kenya) [9]
R Anémie Infusion Lubumbashi (RDC) [9]
R Syphilis Décoction Bunda (Tanzanie) [10]
R Hernie Macération Mbeya (Tanzanie) [9]
R Hernie Décoction Est (Tanzanie) [7]
R Dyspepsie Décoction NR(Burundi) [9]
R Paludisme Décoction NR(Sierra Leone) [11]
Légende : PU : Partie utilisée, ER : écorces de racines, ET : écorces de tige, F : Feuilles, R : Racines, NR : Non Rapporté.
Il faut dire ici que Cassia Siamea est connu du point de vue chimique, toutes les connaissances ethnomédicales ne sont pas encore validé. La plante est beaucoup plus utilisée en médecine traditionnelle suite à ses propriétés antibactérienne, antiinflammatoire et antioxydante.
I.2.9. Caractères Physico-chimique de la drogue
Données non disponibles
I.2.10. Ethnopharmacologie
Cassia siamea est un mélange de divers groupes de substances chimiques, il n’est pas surprenant qu’il présente différents modes d’action. Ses principales actions comprennent : antipaludique, antidiabétique, anticancéreux, hypotenseur, diurétique, antioxydant, analgésique, antipyrétique, laxatif, anxiolytique, antidépresseur et sédatif. [59]
I.2.11. Standardisation
Données non disponibles
I.2.12. Etudes clinique
Données non disponibles
1.2.13. Toxicité
Les informations en rapport avec la toxicité de Cassia siamea
Tableau VI. Donnée toxicologique de Cassia siamea
PU Type Extrait
(composé) Modèle Résultats Source
ET Toxicité aiguë H2O In vivo sur la Souris en administration intragastrique DL50> 2000 mg.kg-1, pratiquement sans danger [16]
F Toxicité subaiguë CH₃ OH In vivo sur la souris en administration intrapéritonéale et orale DL50> 2000 mg.kg-1, pratiquement sans danger [12]
Légende : PU : Partie utilisée, ET : écorces de tige, F : Feuilles.
Les études antérieures démontrent que cette plante présente une absence notable de toxicité, validant ainsi son potentiel pour des applications thérapeutiques en toute sécurité.
1.2.8. Microscopie
L’étude microscopique a montré la présence de cuticule, cellule épidermique, cellules palissadiques, xylème, phloème, péricyclique fibres, stomates anomocytaires et paracytaires avec revêtement trichomes [34].
ⓒ
ⓐ ⓑ
ⓓ Figure 6. Coupe transversal des feuilles de Cassia siamea, (a) stomates, (b) surface abaxiale, (c) surface adaxial, (d) stomates paracytaires, (e) numero de l’ilot veineux et numéro de determination de la veine.
Il a été prouvé que Cassia abbreviata et Cassia siamea renferment des substances phytochimiques, pharmacologiques actives et utiles contre diverses maladies, avec des efficacités importantes quoi que présentant des profils de toxicité minimes négligeables.
Bien que la littérature existante souligne les utilisations de Cassia abbreviata et Cassia siamea comme agents antimalariques, antidiabétique, anticancéreux, hypotenseur, diurétique, antioxydant, analgésique, antipyrétique, laxatif, anxiolytique, antidépresseur et sédatif, elle ne met pas en évidence leur potentiel cicatrisant. Cette lacune représente une opportunité significative pour des recherches, visant à explorer et à documenter les propriétés cicatrisantes de ces deux espèces. De telles études pourraient élargir l’application thérapeutique de Cassia abbreviata et Cassia siamea, ajoutant ainsi de nouvelles dimensions à leurs usages médicaux.
Cette étude a été réalisée dans la ville de Lubumbashi, chef-lieu de la province du haut-Katanga, au Sud-Est de la RD Congo. Cette ville a une superficie de 747 km² et une population d’environ 1,794 million. Dans cette ville, la végétation caractéristique est la forêt Miyombo. Le climat est tropical avec température moyenne de 22,7 °C. Actuellement la ville est subdivisée en sept communes et 44 quartiers.
Quatre sites ont servi de cadres pour nos expérimentations à savoir le site KIPOPO, le laboratoire chimie thérapeutique et le laboratoire de pharmacognosie de l’UNILU.
INERA-KIPOPO a servi de lieu de récolte et de l’identification de Cassia abbreviata et Cassia siamea. Cet institut est sis au village KIPOPO vers le nord à 25 km de la ville de Lubumbashi dans la province du Haut-Katanga. Le relief y est caractérisé par de hauts plateaux d’environ
1187m d’altitude. La station de l’INERA/Kipopo est située en pleine zone climatique semiaride [52].
Le Laboratoire de Pharmacognosie et celui de Chimie thérapeutique de la Faculté des Sciences
Pharmaceutiques de l’Université de Lubumbashi ont servi de cadre pour l’évaluation des activités cicatrisante, antioxydante et antiinflammatoire in vivo ainsi que le dosage des phénols, des flavonoïdes et des tannins totaux. Il est situé au numéro 27 de l’avenue Kato dans le quartier Industriel de la commune de Kampemba, dans la ville de Lubumbashi en RD Congo. Le Grand Laboratoire Provincial de Lubumbashi a servi de cadre pour l’évaluation de l’activité antibactérienne sur les milieux solides et liquides. Il est situé au N°491 de l’avenue Likasi au quartier Camp Assistants, dans la commune et la ville de Lubumbashi.
2.1.2. Matériel végétal
Les feuilles (F) et les écorces de tige (ET) respectivement de C. abbreviata et C. siamea ont servi de matériel végétal pour le criblage phytochimique, l’évaluation des activités cicatrisante, antibactérienne, antioxydante et anti inflammatoire au cours de la présente étude.
2.1.3. Modèle animal
Mus musculus mâles et de poids moyens 100 ± 32,38 g et âgé de quatre semaines ont servi de modèle animal au cours de cette étude lors de l’évaluation de l’activité cicatrisante et antiinflammatoire. Ces animaux sont utilisés dans les modèles expérimentaux antérieurs aussi bien pour l’activité cicatrisante ([14]; [15]) que pour l’activité antiinflammatoire ([16] ; [17] et [18]).
2.1.4. Souches bactériennes
Klebsiella pneumoniae, Escherichia coli, Pseudomonas aeruginosa et Staphylococcus aureus ont été utilisés comme support microbien. Ces souches sont souvent incriminées dans les infections des plaies [20]; [18], [19].
2.1.5. DPPH
Le 2,2-diphényl-1-picrylhydrazyl (DPPH) est un radical libre stable en vertu de la délocalisation de son électron libre sur la molécule. Cette délocalisation donne lieu à une coloration mauve. Il absorbe dans le visible à la longueur d’onde de 515 à 520 nm [56].
Lorsqu’une substance pouvant donner un atome d’hydrogène réagit avec la solution de DPPH, il y aura une forme réduite avec perte de la coloration mauve et apparition de la coloration jaune. Le DPPH utilisé dans la présente étude était fourni par l’unité de chimie thérapeutique de la faculté des Sciences pharmaceutiques de l’UNILU. Il a servi à l’évaluation de l’activité antioxydante des extraits selon la méthode décrite antérieurement. Cette substance a été préparée à 0,002 % (m/v ; solvant : MeOH) soit 2mg/1L de Méthanol. Elle est utilisée comme substrats des substances anti radicalaires dans plusieurs criblages phytochimiques ([23] ; [20] ; [21]).
Figure 8. Réaction de réduction du DPPH par un antioxydant (Chimactiv, 2020)
II.1.6. Récolte, identification et traitement physique des échantillons
La récolte des feuilles et des écorces de tige de Cassia abbreviata et Cassia siamea a été réalisée en compagnie d’un botaniste. L’authentification de la plante a été faite en confrontation aux herbiers de l’herbarium de la station Kipopo. Pour chaque organe récolté, les coordonnées GPS ont été prises et les herbiers ont été constitués.
Ces échantillons ont été au préalable séchés à l’abri de la lumière directe du soleil et à température ambiante. Ils ont ensuite été grossièrement broyés à l’aide d’un broyeur pour obtenir une poudre qui a servi à l’obtention d’extraits. La poudre a été partitionnée en deux : une partie pour le criblage phytochimique et une autre pour les criblages biologiques.
II.1.6.1. Obtention d’extraits
Les extraits ont été obtenus par macération durant 48 heures de 500 g des drogues végétales pulvérisés dans 1.5 L d’éthanol (titre= 333,33 g/L). Après la décantation le surnageant a été filtré et le filtrat a été évaporé sous vide dans un évaporateur rotatif. Ces extraits secs obtenus ont été conservés au frais avant usage.
II.1.6.2. Référence aux témoins
Quatre substances ont été utilisées comme contrôles positifs au cours de cette étude :
Augmentin® (acide clavulanique + amoxicilline) et Norfloxacin pour l’évaluation de l’activité antibactérienne, Quercétine pour l’évaluation de l’activité antioxydante, Diclofénac pour l’activité anti-inflammatoire et enfin Madecassol ® (Asiaticoside) pour l’évaluation de l’activité cicatrisante. Ces témoins ont fait l’objet d’études antérieures.
Norfloxacine a été utilisé par [49] comme témoin pour évaluer l’activité bactérienne dans ses recherches. Ce choix repose sur les propriétés bien documentées de cette dernière, qui couvre le spectre des germes choisis ; le diclofénac a été également utilisé comme témoin par [29] pour l’évaluation de l’activité antiinflammatoire. Il permet de comparer l’efficacité des nouveaux agents antiinflammatoires testés, offrant ainsi une référence standardisée et fiable. Le madecasol (Asiaticoside) a également été utilisé antérieurement [50] pour l’évaluation de l’activité cicatrisante.
1 2
3 4 5
6
Figure 9. (1) Amoxyciline, (2) Ac Clavulanique, (3) (Norfoxacin, (4) Quercetine, (5) Diclofenaque, (6) Asiaticiside
II.1.6.3. Evaluation de l’activité cicatrisante
L’activité cicatrisante a été évaluée en s’inspirant d’un protocole utilisé précédemment [25]. Brièvement, vingt-quatre souris mis ensemble ont été acclimatés pendant 7 jours, mangeant à des heures bien précises et buvant à volonté dans des cages métalliques de 0,75 x 1,5 m2 en présence d’une lumière. Après acclimatation, les sujets ont été préalablement répartis en 4 groupes de 3 animaux chacun. Cette étude a reçu un avis favorable du comité d’éthique de l’université de Lubumbashi.
Tableau VIII. Répartition des échantillons en groupe
Groupe Abréviation Traitement
Contrôle normalité CNor Aucun
Contrôle positif Cpos Madécassol
Essai 1 CAF Extrait éthanolique des feuilles de Cassia abbreviata
Essai 2 CAT Extrait éthanolique des écorces tige de Cassia abbreviata
Essai 3 CSF Extrait éthanolique des feuilles de Cassia siamea
Essai 4 CST Extrait éthanolique des écorces tiges de Cassia siamea
Les cobayes ont ensuite été anesthésiés par une injection intramusculaire de Lidocaïne à
2 % à raison de 20 mg.kg-1. Une fois l’animal anesthésié, il a été placé en décubitus ventral.
La région dorsale a ensuite été nettoyée à l’aide du méthanol en vue de faciliter le rasage. Ce dernier a été effectué avec beaucoup de précautions par une lame de rasoir (dorco®).
Un joint rond de 1,404 cm de diamètre soit une surface de 155 mm2 sur le dos de l’animal.
Après la réalisation de la plaie, elle a été traitée par application locale de l’extrait, selon le groupe, une fois par jour pendant 19 jours. Tous les 3 jours, la surface de la plaie a été mesurée, mais bien avant un examen visuel a été réalisé. Toutes les observations ont été notées en respectant les différents paramètres d’évaluation. Deux groupes de paramètres ont permis d’évaluer la cicatrisation : les paramètres macroscopiques et planimétriques de la plaie.
- Evaluation de l’aspect macroscopique
L’aspect macroscopique a été apprécié par un score d’évaluation basé sur la fermeture de la plaie et l’inflammation [19]. La fermeture de la plaie a été évaluée par la surface apparente et l’inflammation (la tuméfaction, la rougeur, l’exsudat, la granulation, l’hémostase).
Une note de 0 à 3 a été attribuée selon l’appréciation de l’intensité de chaque paramètre (Tableau IX) puis les quatre notes ont été additionnées. Un score de 0 indique une meilleure évolution de la plaie, un score maximal de 12 indique le pire [23].
Tableau IX. Critères d’évaluation de l’aspect macroscopique des plaies
Critère Score Signification
Tuméfaction 0 Absente
1 Faible
2 Modérée
3 Importante
Surface 0 Réduction Importante
1 Réduction Modérée
2 Réduction Faible
3 Absence De Réduction
Exsudat 0 Absence
1 Faible
2 Modérée
3 Importante
Rougeur 0 Absente
1 Faible
2 Modérée
3 Importante - Evaluation de la contraction de la plaie
Nous avons évalué les surfaces des plaies au cours de notre expérimentation, en déterminant leurs moyennes et écart-types ce qui nous a permis de calculer le pourcentage de contraction (TCP) des plaies selon la formule suivante : TCP (%) = surface initiale (J0)−surface (JX) × 100 %
surface initiale (J0) - Performance de cicatrisation (PC)
La Performance de cicatrisation permet d’évaluer le gain en jour de cicatrisation que procure l’application du produit sous examen. Il est calculé par la formule :
Ja−Jx
PC =
Ja
Avec Jx = nombre des jours qu’a pris la plaie pour être cicatrisé après l’application du produit, Ja est le nombre de jours de cicatrisation observé avec le groupe de contrôle négatif.
Le temps de gain de cicatrisation (GTC) a été déterminé en faisant la différence entre le temps de cicatrisation complète du contrôle de normalité avec le temps de cicatrisation complète des essais. Le temps de contraction de la plaie (TCP50) à 50 %, la surface de contraction de la plaie au jour médian (SCPM) et l’indice de contraction de la plaie au jour Médian (ICPM) ont été déterminés graphiquement. Ils ont contribué à apprécier la cicatrisation et à classifier les extraits.
II.1.6.5. Evaluation de l’activité Anti-inflammatoire in vivo de l’œdème de la patte de rat induite par le formol
L’activité anti-inflammatoire a été évaluée in vivo, par la méthode de l’œdème de la patte de souris induit par le formol 1% en s’inspirant de la méthode développée par l’équipe d’Oppong [21]. Brièvement, les souris, réparties en quatre lots de trois, ont été pesées, puis mises à jeun pendant 12 heures avant l’expérimentation. Pour chaque souris, la largeur initial (l0) de la patte postérieure gauche a été mesuré à l’aide d’un pied à coulisse (APELEX 05-7150, Allinde,
Bagneux, France) pour déterminer la largeur d’œdème induit. Ensuite, chaque souris a reçu une injection de 0,002 µL de solution de formol à 1 % sous le coussinet plantaire de la patte postérieure gauche.
Deux lots control de 3 souris par chacun, ont été constitués en raison d’un lot témoin normal (NaCl 0,9%) et l’autre lot témoin positif (produit de référence ou Diclofenac). Ces lots témoins ont reçu par voie orale de l’eau distillée stérile (3 mL/kg de pc) et la substance de référence, le Diclofenac (25 et 50 mg/kg de pc) respectivement. Ces doses sont couramment utilisées dans la littérature scientifique pour évaluer l’efficacité de l’activité antiinflammatoire. Elles ont été démontrées comme étant efficaces pour réduire l’inflammation sans causer de toxicité excessive [23]) et [25].
Chaque souris a ensuite reçu un traitement en fonction de son groupe (Tableau X).
Tableau X. Répartition des échantillons en groupe
Groupe Abréviation Dose (mg/Kg) Gavage
Contrôle de Normalité Contrôle Positif
Groupe Essais 1 Cnor
Cpos
CAF –
25
50
250 NaCl (0,9 %) Diclofénac
Feuilles Cassia abbreviata
Groupe Essais 2
Groupe Essais 3
Groupe Essais 4
CAT
CSF
CST
500
250
500
250
500
250
500 ET Cassia abbreviata
Feuilles Cassia siamea
ET Cassia siamea
Légende : Cnor : Contrôle normalité, Cpos: Contrôle Positif, CAF : Cassia abbreviata feuille, CAT : Cassia abbreviata tige, CSF : Cassia siamea feuille, CST: Cassia siamea tige
Ensuite, les largeurs des pattes injectées ont été mesurés 60, 120, 180, 240, 300, 360, 420, 480, 540, 600 minutes (T1h, T2h, T3h, T4h, T5h, T6h, T7h, T8h, T9h et T10h) après injection du formol 1%, à l’aide d’un Pied à coulisse. La variation de l’œdème a été appréciée par la détermination de la moyenne du pourcentage d’augmentation de la largeur de la patte de rat suivant la formule suivante [26] :
%Δl=𝑙𝑡 −𝑙0 x 100 %
𝑙0
Avec lt est la largeur de la patte au temps t, l0 largeur initiale de la patte.
L’activité anti-inflammatoire a été évaluée par le calcul du pourcentage d’inhibition (%INH) de l’œdème selon la formule suivante :
% AAIx = %Δ LCnég−%ΔLx
% ΔLCnég
Avec %ΔLCnég : taux de variation de largeur du contrôle négatif et %ΔLx : taux de variation de largeur du groupe essais AAIx est l’Activité anti-inflammatoire du groupe x (exprimée en %).
II.1.6.6. Evaluation de l’activité antibactérienne
- Préparation des milieux de culture
Les milieux solide et liquide Mueller-Hinton ont été préparés et utilisés pour l’évaluation de l’activité antibactérienne.
La préparation du bouillon de culture Mueller-Hinton (MH), a consisté à peser 2,10 g de milieu
MH puis le dissoudre en ajoutant de l’eau distillée jusqu’à un volume de 100 mL.
Le mélange obtenu a ensuite été stérilisé à l’autoclave à 121 °C pendant 15 minutes, puis refroidi une nuit entre 2 et 8 °C ou dans un bain de glace.
Pour préparer le milieu solide Mueller-Hinton, 3,4 g du milieu de Mueller-Hinton agar ont été pesés puis une suspension a ensuite été réalisée dans 100 mL d’eau distillée puis stérilisée à l’autoclave à 121 °C pendant 15 minutes, laissée refroidir jusqu’à 50 °C, puis agitée, avant d’être coulée dans des boîtes de Pétri stériles. - Préparation de l’inoculum standard
Les inocula bactériens ont été standardisés selon la technique décrite par Perilla, (2003) en dispersant des souches pures dans du Bouillon thioglycolate et en les maintenant à 37 °C pendant 24 h. La turbidité de la suspension microbienne a été ajustée à l’aide d’un densitomètre à un standard de 0,5 Mc Ferland, équivalent à environ 1,5 × 108 cellules microbiennes. mL-1 [32]. - Détermination des diamètres des zones d’inhibition (DZI), CMI (concentration minimale inhibitrice), CMB (Concentration minimale bactéricide) et Effet de
l’extrait
Pour la détermination de la sensibilité, dans des boîtes de Pétri stériles, 20 mL de gélose MullerHinton ont été versés puis laissés au repos pendant 20 minutes. Après solidification, sur chaque milieu de culture, 1 mL de suspension bactérienne de 108 CFU (Colony Making Unit). Mb L–1 a été ensemencé sur toute la surface. Des disques de papier buvard (ø = 6 mm) ont été imprégnés d’un volume de 5 µL d’extraits (50 µg. mL–1) et déposés à la surface du milieu solidifié et infecté. Les boîtes de Pétri ont ensuite été incubées à 37 °C pendant 48 h à l’étuve. La sensibilité des germes aux extraits a été estimée en mesurant le diamètre (mm) de la zone d’inhibition induite par les différentes concentrations autour des disques et chaque expérience a été répétée trois fois. [64]
Concernant la détermination de la CMI, de chaque extrait à 2 mg dissous dans 100 µL du méthanol, ont été mélangés 900 µL de milieu de culture. Cinq dilutions successives d’ordre 2 ont ensuite été réalisées pour chaque extrait et placées dans différents tubes aseptiques de 5 mL ; 1000 µL de l’inoculum standard ont ensuite été ajoutés dans chaque tube (1000 µg. mL-1 – 31,25 µg. mL-1) et le mélange a été incubé pendant 24 h à 37 °C. La croissance des microorganismes a été observée visuellement. La CMI considérée comme la concentration la plus faible à laquelle l’extrait a empêché la croissance visible des bactéries a été déterminée. [64]
Concernant la détermination de la concentration minimale bactéricide (CMB), le prélèvement a été effectué dans des tubes utilisés pour la détermination de la CMI. L’ensemencement a été réalisé en boîtes de Pétri sur milieu gélose Salmonella-shigella et l’incubation a été réalisée à 37 °C pendant 24 h. La croissance microbienne a été contrôlée visuellement et la CMB, définie comme la plus petite concentration à laquelle l’extrait a empêché la croissance visible des bactéries après repiquage, a été déterminée. [64]
L’effet des extraits a été déterminé en effectuant le rapport CMB /CMI. Si le rapport est inférieur ou égal à 2, l’extrait est bactéricide, s’il est supérieur à 2, l’extrait est bactériostatique selon le cas. [64]
II.1.6.7. Test d’évaluation de l’activité antioxydante
L’évaluation de l’activité antioxydante a réalisé par la méthode au DPPH telle que décrite par [30] et modifié par [32]. C’est une méthode spectrophotométrique qui consiste à piéger le radical libre du DPPH par l’extrait à potentiel antioxydant puis à lire la quantité restante du DPPH et déduire le pouvoir anti radicalaire de l’extrait. Pour arriver à évaluer cette activité, 50 μL d’extrait ou de contrôle positif ont été préparés à différentes dilutions d’ordre 2 et mis en interaction avec 1950 μL de solution méthanolique de DPPH à 0,002 %. Après le mélange et l’incubation à l’obscurité pendant 30 minutes, l’absorbance de la solution a été mesurée au spectrophotomètre à 492 nm. Les tests ont été effectués en triplicata. La solution du DPPH à
0,002 % a été utilisée comme témoin négatif et le pourcentage d’activité antioxydante calculé en suivant la formule : 𝐀𝐀𝐎 (%) = ( 𝐀𝐛−𝐀𝐞) 𝐱 𝟏𝟎𝟎 %
𝐀𝐛
Où, Ab = absorbance mesurée en présence du témoin négatif ; Ae = absorbance mesurée en présence de l’extrait, AAO (%) = Pourcentage d’inhibition II.1.7. Criblage Phytochimique
II.1.7.1. Identification des groupes phytochimiques en solution
Le criblage phytochimique a été réalisé grâce aux réactions classiques en solution. Elles sont basées sur la coloration, la précipitation ou la formation des mousses. Elles sont décrites par [65].
Les flavonoïdes ont été mis en évidence par la réaction de Shinoda où 5 g du matériel végétal placés dans un erlenmeyer ont été infusés dans 50 mL d’eau distillée pendant 30 minutes. Après filtration, 5 mL de filtrat ont été traités par le réactif de Shinoda puis on y a ajouté successivement 5 mL d’eau distillée, 5 mL de HCl concentré, quelques gouttes d’alcool isoamylique et 0,5g de copeaux de magnésium. La coloration rouge-orangé (flavone), rouge ou rouge violet (flavonones), rouge cerise (flavonol) apparaissait dans la couche surnageant si la solution contient les flavonoïdes. De même, la réaction effectuée pendant deux minutes au bainmarie en l’absence de copeaux de magnésium permet la caractérisation des anthocyanes lorsqu’apparaît une coloration rouge.
Les hétérosides cyanogènes ont été identifiés suivant le protocole décrit par [20]. Ainsi, 5 g de poudre végétale ont été placés dans un erlenmeyer avec 10 mL d’eau distillée. Le récipient a été fermé avec un bouchon auquel a été fixée une bandelette de papier picrosodé légèrement humectée d’eau et le contenu a été légèrement chauffé. Le papier picrosodé jaune a viré à l’orange ou au rouge si l’extrait végétal avait libéré de l’acide cyanhydrique.
Les quinones ont été identifiées suivant le protocole décrit par [22] selon lequel 5g de matériel végétal en poudre ont été macérés pendant 24 heures dans l’éther de pétrole. Après filtration, 10 mL de filtrat éthéré ont été traités par 5 mL de NaOH 1 %. L’apparition d’une coloration rouge violacée dans la phase aqueuse a indiqué la présence de quinones libres et celle jaune ou orange les quinones liées.
Les saponines ont été identifiées suivant la procédure décrite par [22]. Dans un erlenmeyer contenant 10 g de matériel végétal broyé grossièrement, on a ajouté 100 mL d’eau distillée pour réaliser une décoction pendant 30 minutes. La solution a ensuite été filtrée après refroidissement. 15 mL des décoctés ont alors été introduits dans un tube à essai de 16 mm de diamètre et 160 mm de hauteur. Le contenu du tube a été agité hermétiquement pendant une minute. Après agitation, on a laissé reposer la solution pendant 10 minutes et on a mesuré la hauteur de la mousse.
Les stéroïdes et les terpénoïdes ont été identifiés comme décrit par [22]: 5 g de matériel végétal ont été macérés pendant 24 heures dans l’éther de pétrole. Après filtration, le solvant a été évaporé à sec. Dans le résidu obtenu, on a ajouté successivement et en agitant, 2 mL de chloroforme, 0,5 mL d’anhydride acétique et trois gouttes d’acide sulfurique concentré. L’apparition des colorations mauve ou verte a indiqué la présence des stéroïdes. L’identification des terpénoïdes a suivi le même schéma que celle des stéroïdes. En plus du test utilisé pour la recherche des stéroïdes, quelques gouttes de réactif de Hirschson ont été ajoutées à 4 ou 5 mL de la solution acidifiée. La coloration jaune virant au rouge a indiqué la présence des terpénoïdes.
Les tanins ont été identifiés suivant le protocole ci-après : 5 g de matériel végétal ont été infusés dans 50 mL d’eau contenue dans un erlenmeyer pendant 30 minutes. 5 mL de l’infusé ont été prélevés et additionnés de 1 mL de chlorure ferrique 1 % (p/v). Le test a été considéré positif lorsqu’un précipité ou une coloration bleu-vert, bleu sombre ou verte apparaissait. 15 mL de réactif de Stiasny ont été ajoutés à 30 mL de l’infusé, le mélange a été porté au bain-marie à 90 °C. L’apparition d’un précipité indiquait la présence des tanins catéchiques. La solution a ensuite été filtrée, le filtrat a été saturé d’acétate de sodium avant d’y ajouter quelques gouttes de chlorure ferrique. La formation d’un précipité dans ce cas a révélé la présence de tanins galliques [32].
2.1.7.2. Polyphénols totaux
La teneur en phénols totaux a été déterminée selon la méthode de Folin-Ciocalteu. Elle consiste à pipeter des aliquotes de 0,2, 0,4, 0,6, 0,8 et 1mL de solution standard de travail (Acide gallique à 50 µg/mL) dans la série de tubes à essai marqués respectivement S1, S2, S3, S4 et S5. Ensuite, prélevez 50 µL d’extrait phénolique de l’échantillon dans une série de tubes à essai. Effectuez les analyses en triple. Compléter le contenu de tous les tubes à essai à 1ml avec de l’eau distillée. Un autre tube à essai marqué « B » avec 1mL d’eau distillée sert de blanc. Ensuite, ajouter 0,5 mL de réactif de Folin-Ciocalteu (1N) dans chaque tube à essai, y compris le blanc. Mélanger et laissez reposer 5 min à température ambiante. Après cela, ajoutez 2,5 mL de carbonate de sodium à 5 % dans tous les tubes à essai, y compris le blanc. Mélanger à nouveau les tubes à essai et incuber dans l’obscurité à température ambiante pendant 40 min. Après l’incubation, l’absorbance de la couleur bleue développée contre le blanc de réactif est mesurée à 725 nm [23].
Une courbe standard de l’acide gallique a été préalablement établie (y= 0,0011x +0,036 ; r2= 0,9921) et les résultats obtenus ont été exprimés en mg d’équivalent-acide gallique/g d’extrait sec (mg EAG/g).
2.1.7.3. flavonoïde totaux
La teneur en flavonoïdes totaux de chaque extrait de plante a été estimée selon l’équipe de
Amezouar [23]. En effet, 1,0 mL de la solution aqueuse de l’extrait de chaque échantillon a été mélangé avec 4 mL d’eau distillée puis avec 0,30 mL d’une solution de NaNO2 10 %. Après 5 minutes de temps de contact, 0,30 mL d’une solution de AlCl3 10 % a été ajouté suivi de 2,0 mL d’une solution de NaOH 1%. Immédiatement, après avoir bien mélangé, l’absorbance a été mesurée à 510 nm par rapport au blanc. Une courbe standard de quercétine a été préalablement établie à partir d’une gamme de 5 solutions préparées par dilution d’ordre 2 allant de 0,1 à 1 mg / mL (y = 0,0009x- 0,044 ; r2 = 0,9785) et les résultats obtenus ont été exprimés en mg d’équivalent-quercétine/g d’extrait sec (mg EQ/g).
2.1.7.4. Tanins de totaux (TT)
Un volume de 50µl de chaque extrait a été ajouté à 1500µl de la solution vanilline/méthanol à 4 %, puis mélangé vigoureusement. Ensuite un volume de 750 µl de l’acide chlorhydrique concentré (HCL) a été additionné et le mélange obtenu est laissé à température ambiante pendant 20 minutes. L’absorbance est mesurée à 550 nm. Une solution témoin de la catéchine est préparée à différentes dilutions d’ordre 2 (31,25 à 500 µg/ml) et les résultats obtenus sont exprimés en mg d’équivalent acide gallique (mg gallique / g d’extrait sec : mg EQ/g d’extrait sec).
II.1.7.3. Tests physico-chimiques sur les drogues végétales
Les test ont été fait sur les drogues afin de s’assurer de leur qualité, en suivant les directives
European Medicines Agency : EMA dans ses directives d’acceptance d’une drogue végétale ou d’un médicament traditionnel (EMA, 2018). Les analyses ont porté tant sur la poudre que sur l’extrait. - Examens visuels sur la poudre
Tableau XI. Examens visuels
Paramètre Possibilité Résultats
Texture Amorphe ou cristalline +
Couleur Voir table des couleurs +
Odeur Caractéristique ou non A préciser
Saveur Caractéristique ou non A préciser
Hygroscopicité NH, H ou TH A préciser
NH : non hygroscopique ; H : hygroscopique ; + : présence ; – absence. - Matière sèche (MS) et de perte à la dessiccation (PD)
La matière sèche est déterminée après dessiccation de chaque échantillon dans une étuve ventilée à 105 °C jusqu’à un poids constant. La différence de poids correspond à la perte à la dessiccation et le résidu représente donc la teneur en matière sèche (AOAC, 1990).
Dans une capsule à fond plat d’un diamètre d’environ 50 mm et d’une hauteur d’environ 30 mm, pesez rapidement 0,50 g de la drogue sèche finement pulvérisée. Desséchez à l’étuve à 105 °C pendant 3 h. Laissez refroidir dans un dessiccateur puis pesez. Le résultat est exprimé en % (Ph Eur, 2017).
PD (%)= x 100 %
Perte à la dessiccation : PD ; Avec Pa correspondant au poids de la capsule vide, PE au poids de la capsule après étuvage, et Pb correspondant au poids de la prise d’essai [28].
𝐌𝐒 (%) = 𝐏𝐏 𝐱𝟏𝟎𝟎 % 𝐞𝐭 𝐇 (%) = 𝟏𝟎𝟎 − 𝐌𝐒
𝐏𝐀
Avec PP = poids après séchage à l’étuve et PA= poids avant le séchage - Cendre Total (CT)
Dans un creuset en porcelaine, introduire 1,00 g de drogue pulvérisée. Distribuez uniformément la prise d’essai à l’intérieur du creuset. Desséchez à l’étuve pendant 1 h entre 100 et 105 °C, puis incinérez dans un four à moufle à une température de 600 ± 25 °C, (L’échantillon ne doit s’enflammer à aucun moment de l’opération) jusqu’à masse constante. Après chaque incinération, laissez refroidir le creuset au dessiccateur puis peser à l’aide d’une balance analytique. La teneur en cendre totale est calculée par la formule proposée par (Ph Eur, 2008) :
𝐏𝐀−𝐏𝐕
𝐂𝐓 (%) = 𝐱 𝟏𝟎𝟎 %
𝐏𝐞
Où CT (%) : pourcentage de cendres totales, PA : poids après incinération PV : poids du creuset vide et Pe : prise d’essai - Cendre chlorhydrique (CC) ou matière minérale insoluble (Mmi)
Ajoutez 15 mL d’eau distillée et 10 mL d’acide chlorhydrique dans le creuset au résidu obtenu lors de la détermination des cendres totales ; Recouvrir ce dernier d’un verre de montre ; Faites bouillir doucement pendant 10 minutes tout en le laissant refroidir ; Filtrez le résidu sur un filtre sans cendres en lavant à l’eau chaude jusqu’à ce que le filtrat soit neutre ; Transférez le filtrat dans un creuset sec préalablement taré. Le creuset contenant le papier filtre est ensuite incinéré à l’étuve pendant 24 h, puis calciné pendant 6 h au four à une température de 600 °C, Après refroidissement dans un dessiccateur, le creuset contenant les cendres est repesé, puis la cendre chlorhydrique calculée [29]:
𝐏𝐀 − 𝐏𝐕
𝐂𝐂 (%) = 𝐱 𝟏𝟎𝟎 %
𝐏𝐞
Où CC (%) : pourcentage de cendre chlorhydrique ; PA : poids après incinération ; PV : poids du creuset vide et Pe : prise d’essai.
Les résultats obtenus au cours de cette étude sont présentés en six sessions : L’activité cicatrisante, l’activité antimicrobienne, l’activité antiinflammatoire, l’activité antioxydante, le criblage phytochimique et les caractéristiques physico-chimiques.
Chaque présentation est suivie d’une discussion subséquente.
II.2.1. Activité cicatrisante d’extraits éthanoliques de C. abbreviata et C. siamea
L’évaluation de l’activité cicatrisante des extraits de Cassia abbreviata et Cassia siamea s’est appuyé sur les paramètres planimétriques ci-après : (i) Evolution pondérale, (ii) Temps de cicatrisation : TC, (iii) Score de la plaie ; SP, index du temps de cicatrisation médian : ITCM, (iv) Surface de contraction de la plaie : SCP, (v) Taux de contraction de la plaie : TCP, Temps de contraction de la plaie à 50% : TCP50 et (vi) performance de cicatrisation PC.
II.2.1.1. Evolution pondérale
L’application de différents extraits testés n’a pas perturbé l’état général des souris. Une évolution pondérale normale des groupes essais en comparaison au groupe contrôle de normalité a été observée. Le groupe contrôle négatif a perdu 2 g au troisième jour tandis que ceux ayant reçu les extraits écorces de tige de Cassia abbreviata et les feuilles de Cassia siamea ont perdu 3 g chacun au troisième, 2 g au dixième jour et 1g au quinzième jour. Pour le contrôle positif on pouvait remarquer une perte de 2g au quatrième jour, 2 g au cinquième jour ; mais le groupe ayant reçu l’extrait des feuilles de Cassia abbreviata a présenté un gain en poids passant de 106 g à 109 g au 17è jour.
Aucune mortalité ni signe clinique n’a été relevé, ce qui est un bon indicateur de la stabilité des conditions expérimentales. (Figure 7).
Figure 4 : Variation pondérale des souris lors de l’évaluation de l’activité cicatrisante.
II.2.1.2. Score de la plaie (SP), Temps de cicatrisation (TC), index du temps de cicatrisation médian (ITCM).
La cicatrisation de la plaie sous forme de score a évolué entre 12 et 0. L’étude a été réalisée pendant 19 jours. Au jour médian (J10), tous les extraits ont présenté un score deux fois moins que celui réalisé par le contrôle négatif, CAT a présenté un score supérieur à celui du témoin positif. Le temps de cicatrisation totale de la plaie a varié entre 12 et 19 Jours, CAT a présenté le meilleur temps (12 jours) alors que le madécassol (contrôle positif) a présenté une cicatrisation totale au 14ème jour. Seul le groupe contrôle négatif a cicatrisé au 19ème jour. Ainsi l’administration des extraits a favorisé un gain de temps de cicatrisation variant entre 1 et 7 jours pour les extraits et le contrôle positif. (Figure 8).
J Contrôle (-) Contrôle (+) CAF CAT CSF CST
0
3
6
9
12
15
19
Figure 11- Observation visuelle de la cicatrisation
Figure 11 : Score réalisé par les souris lors de l’expérimentation (a), jour de contraction de la plaie à 100, Score de contraction de la plaie au jour médian, Gain de temps de cicatrisation (b).
SCPM et TC sont deux paramètres métriques basées sur les observations visuelles qui qualifient l’évolution macroscopique de la cicatrisation à mi-temps de l’observation et à la fin de l’observation et le gain de temps de cicatrisation est une variable qui dérive du temps de contraction complète de la plaie.
II.2.1.3. Surface de la plaie (SP), Taux de contraction de la plaie (TCP), Jour de contraction de la plaie à 50 % (JCP50) et l’index de cicatrisation ICM
Après 19 jours d’expérimentation, le lot traité avec les extraits de plantes a présenté une évolution visuelle de cicatrisation élevée par rapport aux lots traités avec les témoins. Par ailleurs, au douzième jour (12), la cicatrisation a été complète avec un de nos extraits (CST), tandis qu’avec les témoins, nous avons observé une rougeur persistante, une diminution de la tuméfaction et un quasi disparition des exsudats. Ce n’est qu’au 14ᵉ jour que la cicatrisation a été observée avec le témoin positif.
Les surfaces de plaies (SP) ont varié entre 155 et 0 mm2 en fonction du temps et de la nature de l’extrait appliqué. Le temps nécessaire pour réaliser une contraction de 50 % de la plaie (TCP50) a varié entre 5,31 J (CST) et 12,62 J (Cnég) (figure 12 a).
Figure 12 : Surface de contraction de la plaie (SPC) (a), Taux de contraction de la plaie (TCP)
(b), Taux de contraction de la plaie au jour médian (TCPM), Jour de contraction de la plaie à 50% (c).
Aucune étude sur l’activité cicatrisante n’est rapporté pour les taxons Cassia abbreviata et Cassia siamea. Cependant dans le genre cassia, divers taxons ont été étudiées pour leur activité cicatrisante. C’est le cas notamment de Cassia fistula, une étude antérieure rapporte que son extrait méthanolique des feuilles a donné un gain de temps de cicatrisation de 10 jours sur une plaie chirurgicale d’une incision de 225 mm2 [56]. De même l’étude effectuée sur l’extrait méthanolique des feuilles de Cassia tora a révélé qu’il offrait un gain de temps de cicatrisation de 4 J sur une plaie chirurgicale excision d’une entaille de 500 mm2 [58]. II.2.2. Activité Anti-inflammatoire
L’étude de l’activité anti-inflammatoire a été réalisée par irritation de la patte postérieure de la souris au formol 1 % en appréciant particulièrement la variation de largeur des pattes.
Les résultats obtenus montrent que l’extrait CST a démontré une régression de la largeur de la patte supérieure aux autres extraits allant de 32,05 ± 1,1% à 0,0 ± 0,0% à la dose de 250 mgKg 10 heures après et de 36,33 ± 0,5 % à 0,0 ± 0,0 % à 500 mgKg-1. Ces résultats sont quasiéquivalents à ceux de diclofénac. Cependant, les feuilles et écorces de tige de Cassia abbrevatiata ont également présenté des résultats significatifs à une dose de 500mg/kg (Tableau XII).
Tableau XII. Variation de largeurs des pattes des rats irrités au formol 1% et traités par les extraits éthanoliques de Cassia abbreviata et Cassia siamea
Groupe ΔL1H ΔL3H ΔL5H ΔL7H ΔL9H ΔL10H
CNeg 38,5 ± 1,4 37,4 ± 0,3 36,4 ± 0,7 35,4 ± 1,5 34,7 ± 1,2 34,2 ± 0,8
Dic25 35,4 ± 1,3 23,2 ± 1,3 15,2 ± 1,3 5,4 ± 1,5 0,00 ± 0,0 0,00 ± 0,0
Dic50 37,5 ± 1,2 9,2 ± 1,2 1,9 ± 0,2 0,00 ± 0,0 0,00 ± 0,0 0,00 ± 0,0
CAF 250 35,5 ± 1,4 24,5 ± 1,6 18,8 ± 0,5 15,4 ± 0,4 9,3 ± 0,6 4,4 ± 0,9
CAF 500 33,4 ± 1,6 25,6 ± 0,9 11,8 ± 1,3 7,1 ± 2,1 3,5 ± 1,3 0,00 ± 0,0
CAT 250 32,5 ± 1,6 28,4 ± 1,7 19,6 ± 4,1 16,8 ± 1,3 10,5 ± 1,3 4,3 ± 0,4
CAT 500 37,4 ± 0,6 24,4 ± 1,8 17,8 ± 1,4 13,1 ± 1,2 4,5 ± 1,1 0,00 ± 0,0
CSF 250 33,7 ± 0,5 25,7 ± 1,2 19,6 ± 1,9 15,5 ± 1,8 10,2 ± 1,6 2,1 ± 0,4
CSF 500 39,5 ± 1,5 26,6 ± 1,9 19,4 ± 0,8 11,1 ± 0,9 4,1 ± 0,4 0,00 ± 0,0
CST 500 32,1 ± 1,1 27,2 ± 1,3 16,4 ± 1,4 9,2 ± 1,1 3,2 ± 0,8 0,00 ± 0,0
CST500 36,3 ± 0,5 13,5 ± 1,5 5,5 ± 0,8 0,00 ± 0,0 0,00 ± 0,0 0,00 ± 0,0
Dic : Diclofénac, CAF : Cassia abbreviata feuille, CAT : Cassia abbreviata tige, CSF : Cassia siamea feuille, CST : Cassia siamea tige Phyllanthus muellerianus Tige, ΔlCN : Variation de la largeur du contrôle de normalité ; Δl : Variation de la largeur.
L’activité anti-inflammatoire est mesurée sur base du pourcentage de réduction de l’œdème causée par le formol 1 %. L’extrait éthanolique de la tige de C. siamea de même que le diclofénac ont montré à des dose respectives de 25 et 250 mgKg -1 après 5 heures un taux de réduction de 40 % de la largeur de la patte postérieure et à 500 mgKg -1 une réduction 100,0 ± 0,0 % à 8 heures tandis. (Tableau XIII).
Tableau XIII. Effets des extraits éthanoliques de Cassia abbreviata et Cassia siamea sur l’œdème de la patte induite par le formol 1%.
Groupe AAI1H AAI5H AAI10H
Dic 20,3 ± 1,3 40,4 ± 1,8 100,0 ± 0,0
Cont.N 2,07 ± 0,4 11,05 ± 0,5 37,72 ± 0,6
CAF250 8,5 ± 1,6 37,7 ± 1,5 69,3 ± 0,3
CAT250 11,5 ± 1,3 29,35 ± 1,1 71,7 ± 1,4
CSF250 6,64 ± 1,1 21,83 ± 0,6 64,7 ± 1,0
CST250 10,31 ± 1,1 40,1 ± 1,4 100,0 ± 0,0
CAF500 13,3 ± 1,6 52,5 ± 0,3 100,0 ± 0,0
CAT500 16,5 ± 1,2 49,5± 0,3 100,0 ± 0,0
CSF500 10,7 ± 1,3 43,2± 0,4 100,0 ± 0,0
CST500 19,9± 1,1 68,7± 0,3 100,0 ± 0,0
Dic : Diclofénac ; AAI : activité anti-inflammatoire
Figure 13 : Taux d’inhibution de la dilatation (%)
La figure ci-haut rensegne que nos extraits montrent une éficacité notable en termes de taux d’inhibution de la dilatation exprimé en pourcentage. Il est particulierement remarquable de noter qu’àprès trois heures, l’extrait éthanolique de Cassia siamea écorces de tiges s’est distingué par un T50 (temps necessaire pour obtenir une réduction de 50% de la dilatation) inférieure à celui des autres extraits testés. Cette observation souligne le potentiel antiiflammatoire significatif de Cassia siamea, demontrant ainsi la capacité à inhiber efficassement la dillatation inflammatoire.
Les résultats de notre étude corroborent ceux de [70], tout en mettant en évidence une capacité anti-inflammatoire plus marquée à une dose plus élevée. L’étude antérieure a rapporté des effets anti-inflammatoires des extraits aqueux et éthanoliques de Cassia siamea à des doses plus faibles (100, 200 et 400 mg/kg) avec un T50 allant de 4 à 6 heures. L’extrait aqueux de feuilles de Cassia siamea a montré un effet anti-inflammatoire significatif après 1 heure sur l’inflammation aiguë et après 7 heures sur l’inflammation chronique, à des doses de 400 et 800 mg/kg.
Tableau XIV: Différence entre les extraits, le contrôle positif et le contrôle négatif.
T1 T2 T3 T4 T5 T6 T7 T8 T9 T10
DICLO25 13,52 16,27 19,12 22,09 28,94 29,01 31,05 46,05 48,21 33,02
CAF 250
CAF500 3,42 7,54 10,26 13,28 11,28 14,29 23,67 21,92 25,89 33,02
CAT 250 4,48
CAT 500 7,15 17,8 18,14 23,88 25,16 20,85 23,61 33,02
CSF 250 1,42 2,95 3,36 7,47
CSF 500 5,26 9,54 23,07 26,4 24,88 27,02 33,35 34,68 37,63 33,02 CST 250
CST 500 29,96 34,81 38,14 48,42 48,86 51,01
Cela explique l’efficacité que nous avions constatée avec l’extrait des écorces de tige de Cassia siamea, qui a inhibé l’inflammation à 100 % 8 heures après l’administration d’une dose de 500mg/kg.
Le pouvoir anti-inflammatoire de ces deux taxons présente un avantage supplémentaire en matière de cicatrisation. En effet, en réduisant l’inflammation, elle favorise une guérison plus rapide et efficace des plaies, comme le montrent les études cliniques récentes [39].
Des études supplémentaires pourraient explorer des doses intermédiaires pour déterminer le seuil optimal d’efficacité.
II.2.3. Activité antimicrobienne
Parmi les facteurs qui peuvent empêcher la bonne cicatrisation, les infections bactériennes figurent en bonne position (Guo & Dipietro, 2010 ; [19]. C’est dans cette optique que nous avons tenu à coupler à l’activité cicatrisante à l’activité antibactérienne sur les germes les plus incriminées dans les plaies infectées.
II.2.3.1. Sensibilité des germes aux extraits
Les contrôles positifs ont présenté des DZI ≥ 21 mm alors que le DZI de nos extraits ont varié entre 11 et 23 mm suivant les germes (Tableau XIV).
Tableau XV. Diamètres d’inhibitions (mm) d’extraits sur les différentes souches bactériennes
Conc S. aureus P. K. pneumoniae E. Coli Cnég : Contrôle positif ; DZI : Diamètre de zone d’inhibition
Des études antérieures ont proposé la classification de l’activité antibactérienne des extraits en fonction de leurs diamètres de zone d’inhibition. Elle se présente comme suit : extrait inactif si DZI≤ 8 mm, extrait modérément actif si 8< DZI ≤ 12 mm, extrait actif si 12< DZI < 20 mm et extrait très actif si DZI ≥ 20 mm. Suivant cette classification, la sensibilité évaluée entre 125 et 500 µg/mL au cours de cette étude a varié différemment selon les germes. Les contrôles positifs utilisés lors de cette étude ont présenté de DZI ≥ 21 mm, ils sont donc très actifs. Les extraits CST et CAT et ont été très actifs à 500 µg/mL respectivement sur les germes : K. pneumoniae et E. Coli tandis qu’à 125 µg/m CAF était également actif sur E. Coli et S. auruginosa.
L’étude de [53] a mis en évidence l’efficacité de l’activité antibactérienne de Cassia abbreviata et Cassia siamea contre K. pneumoniaea, E. coli, P. aeruginosa et S. aureus. Ayant utilisé une méthodologie similaire, testant les mêmes souches dans les conditions expérimentales similaires nos résultats confirment donc l’activité antibactérienne de ces deux taxons sur ces germes.
II.2.3.2. Activité antibactérienne des extraits exprimée en CMI et CMB (µg/mL) et effets des extraits
Les CMI des extraits ont varié entre 7,8 et 500 µg/mL, P. aueus est le germe le plus sensible car 50% des extraits ont présenté une CMI de 62,5 µg/mL (CAT et CST). Tous les extraits ont présenté le ratio CMB/CMI ≤ 2 ainsi ils sont tous bactéricide (Tableau 0-III).
Tableau XVI. Catégorisation d’effets des extraits en fonction des CMI et CMB
Extraits Bactéries CMI
(µg/mL) CMB
(µg/mL) CMB/CMI Effets
CAF E. Coli 500 500 1 BC
K. pneumoniae 250 500 2 BC
P. aeruginosa 500 500 1 BC
S. aureus 250 500 2 BC
CAT E. Coli 250 500 2 BC
K. pneumoniae 250 500 2 BC
P. aeruginosa 125 250 2 BC
S. aureus 62,5 125 2 BC
CSF E. Coli 62,5 125 2 BC
K. pneumoniae 62,5 125 2 BC
P. aeruginosa 250 500 2 BC
S. aureus 125 250 2 BC
CST E. Coli 125 250 2 BC
K. pneumoniae 125 250 2 BC
P. aeruginosa 7,8 7,8 1 BC
S. aureus 62,5 125 2 BC
L’activité antibactérienne des extraits peut être catégorisée suivant la valeur de CMI. Au cours de cette étude nous avons utilisé la classification de Kuete, (2010), telle que modifiée par [22]. Cette classification catégorise les extraits comme suit : i) extraits à très forte activité, si CMI ≤
5 μg/mL ; ii) extrait à forte activité si 5 μg/mL < CMI ≤ 50 μg/mL ; iii) extrait actif si 50 μg/mL < CMI ≤ 100 μg/mL ; iv) extraits modérément actifs : 100 μg/mL < CMI ≤ 625 μg/mL et v) extrait à faible activité si CMI > 625 μg/mL. En vertu de cette classification, l’extrait (CST) à une forte activité sur P. aeruginosa et S. aureus avec des CMI de 7,8 et 62, 5 μg/mL; les feuilles de Cassia siamea viennent en deuxième position avec une CMI de 62,5 sur E. coli et K. pneumoniae. Certains extraits ont été actif et d’autres modérément actif selon les germes. La proportion des extraits actifs sur les germes se présente comme suite : E. coli (1/4), K. pneumoniae (1/4), S. aureus (2/4) et P. aeroginosa (1/4).
Une étude réalisée au Nigéria par [53] sur l’extrait éthanolique des feuilles de Cassia siamea a montré que ce taxon est actif sur différentes souches avec des CMI respectifs de 6,25 mg/mL (E. coli), 12,5 mg/mL (K. pneumoniae) et 50 mg/mL (S. aureus). Une autre étude réalisée [55] en Tanzanie sur l’extrait éthanolique des écorces de tige et feuilles de Cassia abbreviata a révélé son activité antibactérienne avec des CMI respectifs de : 6,25 μg/mL (E. coli), 12,5 μg/mL (K. pneumoniae) et 6,25 μg/mL (S. aureus). Notons que ces études antérieures rapportent les résultats 10 à 20 fois supérieurs aux résultats de notre étude. Cependant, nous pensons que cette différence peut être liée à des variations de température, de pH, d’humidité et d’autres facteurs environnementaux.
Comme nous pouvons le constater, sur P aeruginosa, Cassia siamea a une activité antibactérienne supérieure à celle de Cassia abbreviata dans notre étude. L’activité y rapportée est similaire à celle rapportée dans la littérature en ce qui concerne Cassia siamea [24].
Cette activité antibactérienne pourrait être due à la présence des groupes phytochimiques identifiés au sein de ces deux plantes notamment des flavonoïdes, coumarines, quinones, saponines et les terpénoïdes d’autant plus qu’ils sont parmi les groupes antimicrobiens communs aux deux taxons. Ils agissent en complexant les protéines et en brisant les membranes microbiennes [25].
Les extraits éthanoliques de Cassia abbreviata et Cassia siamea ont montré une activité cicatrisante et antimicrobienne significative. Il est donc possible pour ces extraits que l’effet antimicrobien aide à prévenir les infections, favorisant ainsi un environnement propice à la régénération tissulaire et à une cicatrisation plus rapide. [63]
II.2.4. Activité antioxydante d’extraits de C. abbreviata et C. siamea
Dans cette partie, nous présentons les résultats obtenus de l’activité antioxydante des extraits éthanolique de Cassia abbreviata et Cassia siamea. Cette activité est quantifiée et exprimée sous forme de CI50.
Il est à noter qu’à une concentration de 6,25 µg/mL, tous les extraits ont présenté un pourcentage de réduction du DPPH supérieur à 60 %, tandis qu’à 100 µg/mL, tous les analytes ont présenté une réduction de plus de 90 %.
Figure 14. Courbes concentrations des extraits C. abbreviata feuilles (A), de C. abbreviata écorces de tige (B), de C. siamea feuilles (C), de C. siamea écorces de tiges (C), la réponse de la quercétine (E) et Activité antioxydante sous forme de CI50 (F).
Les résultats de l’IC50 proviennent de résultats de la droite de différentes courbes.
Nous avons catégorisé l’activité antioxydante des extraits au cours de cette étude en fonction de leur valeurs de CI50 comme suit : activité très forte : CI50 ≤ 5 μg/mL ; activité forte : 5 ≤ CI50 ≤ 50 ; activité modérée 50 ≤ CI50 ≤ 325 μg/mL et activité faible : CI50 > 325 μg/mL [9].
Dans notre étude, l’interaction extrait-DPPH a suivi un modèle logarithmique. Tous les extraits ont présenté une très forte activité bien que l’extraits de C. siamea feuilles s’est démarqué avec la plus faible valeur de CI50 soit 2,46 µg/mL.
Les résultats obtenus dans notre étude pour Cassia siamea (CI50 = 2,46 µg/mL) sont comparables à ceux rapportés par [57] CI50 de 2,22 µg/mL pour l’extrait aqueux des feuilles de
C siamea. En revanche Ahonsou, 2011 parle d’une CI50 de 1,32 µg/mL pour les extraits aqueux de feuilles de C. siamea.
Le pouvoir antioxydant des espèces du genre Cassia a été largement documenté dans la littérature scientifique, mettant en évidence leur potentiel dans la lutte contre le stress oxydatif et les maladie associées. Cependant, les études antérieures sur les extraits méthanoliques et aqueux de l’écorce de la tige de Cassia abbreviata ont présenté une CI50 de 1,87 ± 0,25 mg/100 ml contre le 2,2-diphényl-1-picrylhydrazyl (DPPH). L’écorce de C. abbreviata a montré une activité antioxydante avec une CI50 < 7,8 μg/ml. L’extrait aqueux d’écorce de tige n’avait aucun effet antioxydant [51].
Les antioxydants aident à neutraliser les radicaux libres, qui sont des molécules instables pouvant endommager les cellules et les tissus. En réduisant le stress oxydatif, les antioxydants favorisent la régénération des tissus et accélèrent le processus de cicatrisation [50].
II.2.5. Criblage phytochimique préliminaire
Le criblage phytochimique a indiqué l’absence des hétérosides cyanogènes, il a néanmoins indiqué la présence d’anthocyanes, des saponines, des stéroïdes, tanins, terpénoïdes, et quinones dans tous les organes. (Tableau XVI).
Tableau XVII. Profil phytochimique par des réactions en solution
Groupes C. abbreviata C. siamea
CAF CAT CSF CST
Anthocyanes + + + –
Coumarines + + + +
Flavonoïdes + + + +
Hétérosides cyanogènes – – – –
Quinones + + + +
Saponines + + + +
Stéroïdes – + + +
Tanins – + + +
Terpénoïdes + + + +
Présence : + ; absence : -.
La présence des anthocyanes, des flavonoïdes, des quinones, des saponines, des terpénoïdes ainsi que des tanins dans C. abbreviata et siamea sont en accords l’étude publiée par [27].
Les tanins ont des propriétés antibactériennes, antivirales, antiparasitaires, astringentes et antiseptiques, ainsi qu’ils peuvent être utilisés dans le traitement des hémorragies et des plaies.
[63]
Divers groupes identifiés au sein de ces deux taxons peuvent se révéler contributifs quant à l’activité cicatrisante observée.
La présence de flavonoïdes expliquerait l’effet cicatrisant rapide de nos extraits, par un mécanisme qui mettrait en jeu la stimulation de la production de fibroblastes et/ou de fibres de collagène ou une stimulation de l’angiogenèse [29].
Des molécules terpénoïdes améliorent la cicatrisation des brûlures via une augmentation de l’angiogenèse lors de la réparation tissulaire des plaies cutanées suite à une stimulation de la production de VEGF. [69]
Des travaux rapportés par [48] suggèrent que des extraits de tanins favoriseraient la cicatrisation des plaies cutanées chez le rat, probablement par une puissante activité antibactérienne et angiogénique de ces extraits. L’activité cicatrisante de ces deux taxons renfermant à la fois des tanins, des flavonoïdes et des terpénoïdes, pourrait mettre en jeu une stimulation de la prolifération des fibroblastes et une accélération de la réépithélialisation et de la kératinisation. Le mécanisme de la cicatrisation serait facilité par différentes propriétés anti-oxydante, anti-inflammatoire, antimicrobienne, angiogénique des composés présents dans les extraits de plantes [30].
Les terpénoïdes ont une activité angiogénique en simulant des facteurs de croissance qui peuvent être utilisés pour les traitement des plaies [30].
La présence de tanins, anthocyanes, quinones et les flavonoïdes pourraient justifier les différentes activités : cicatrisante [45] anti-inflammatoire, antibactérienne et antioxydante. [66]
II.2.6. Taux en Polyphénols, flavonoïdes et tannins totaux de C. abbreviata et
C. siamea
Le taux de flavonoïdes dans les extraits améliore le processus de cicatrisation. Cet effet ce groupe est responsable de l’augmentation à la fois de la contraction de la plaie, de la résistance à la traction, de la production de fibres de collagène, de fibroblastes et de l’augmentation de la réponse antigénique [29]. Ceci étant nous avons tenus à doser les phénols notamment les flavonoïdes et tannins totaux identifiés au sein de nos deux taxons.
Dans cette étude, le rapport CPT-CTT est compris entre 0,25 et 2,38. Les teneurs en polyphénols totaux et tanins totaux exprimées en milligramme équivalent acide gallique par gramme d’extrait ont respectivement varié entre 0,19 ± 0,82 et 0,75 ± 0,28 mg EAG.g-1 et 0,13 ± 0,42 mg EAG.g-1 et 0,76 ± 0,08 mg EAG.g-1. Quant à celles de flavonoïdes exprimées en milligramme équivalent quercétine par gramme d’extrait, varient entre 209,72 ± 0,82 et 573,71 ± 0,63 mg EQ. g-1 (Tableau XVII).
Tableau XVIII. Contenu en polyphénol, flavonoïde et tanin totaux des extraits C. abbreviata et C. siamea
Extraits CPT (mg EAGg-)1 CFT (mg EQGg-1) CTT (mg EAGg-1) CPT/CTT CAF 0,48 ± 0,65 0,59 ± 0,34 0,27 ± 0,43 1,77
CAT 0,31± 0,41 0,72 ± 0,82 0,13 ± 0,42 2,38
CSF 0,19 ± 0,82 0,98 ± 0,21 0,76 ± 0,08 0,25
CST 0,75 ± 0,28 0,71 ± 0,63
0,54 ± 0,35 1,38
CPT : Concentration en polyphénol totaux ; CTT : Concentration Tanins Totaux, CFT : Concentration Flavonoïdes totaux.
La teneur en polyphénols des racines de Cassia abbreviata est de 0,74± 0,24 mg EAG.g-1 selon [53] il est notable et se situe dans le haut de la plage observée pour les feuilles et écorces de tiges de ces deux taxons. Cela peut suggérer que les racines pourraient être une source riche en polyphénols.
Les résultats indiquent un potentiel intéressant pour Cassia abbreviata et Cassia siamea en tant que source de polyphénols, avec des implications possibles pour la santé humaine.
Aucune étude antérieure n’est faite sur les feuilles et écorces de tige de Cassia siamea, néanmoins, selon [70] le rendement de l’extrait obtenu à partir de fleurs de C. Siamea à l’aide d’éthanol contenait 0,61 ± 0,72 mg/g de composés phénoliques totaux exprimés en équivalent acide gallique (GAE, mg/g de GAE). Un résultat similaire à ceux des feuilles et écorces de tiges de ce taxon.
II.2.6. Caractéristiques physico-chimiques de drogues C. abbreviata et C. siamea
II.2.6.1. Examen visuel des poudres
Les examens visuels effectués sur les poudres de feuilles chez C. abbreviata et C. siamea montrent qu’elles sont de couleur verte alors que celui des écorces de tige chez C. abbreviata et C. siamea montrent qu’elles sont respectivement de couleur rouge et marron foncé. Elles sont non hygroscopiques à l‘exception des feuilles de C. siamea qui sont hygroscopiques (Tableau XIX).
Tableau XIX. Examens visuels des poudres des plantes sélectionnées.
Paramètres C. abbreviata C. siamea
CAF CAT CSF CST
Couleur Verte Rouge Verte Marron foncé
Odeur NC NC NC NC
Saveur NC NC NC NC
Hygroscopicité NH NH NH H
N C : Non caractéristique ; NH Non hygroscopique ; H : Hygroscopique
🅐 🅑
🅒 🅓 Figure 12 – La poudre de CAF (A) ; la poudre de CAT (B) ; la poudre de CSF (C) ; la poudre de CST (D).
II.2.6.2. Caractères microscopiques des poudres des plantes sélectionnées
Dans le but de fournir une description permettant d’identifier les organes par les caractères microscopiques, nous avons réalisé des préparations des poudres avec le réactif d’hydrate de chloral. Les résultats montrent que les feuilles de Cassia abbreviata contiennent des cristaux d’oxalate, stomates, parenchymes et poils plein d’amidon. Même chose chez les feuilles de Cassia siamea à l’exception des cellules.
Ces préparations ont été observées au microscope optique (grossissement 100) et les éléments suivants ont été observés :
Parenchyme (CAF) Poils (CAF)
Parenchymes cortical (CAT) Parenchymes (CSF) Figure 13- Résultats de la microscopie
II.2.7.3. Humidité, cendres totales et pH des solutions d’extraits
Sont consignés dans le tableau ci-dessous, les résultats de la perte à la dessiccation ainsi que ceux des cendres.
Tableau XX. Paramètres Physico-Chimiques de 2 plantes
Paramètres Unité C. abbreviata C. siamea
Humidité
% F ET F ET
3,74 5,35 4,58 5,93
Cendres totales (CT) % 3,31 2,91 13,55 3,70
Ph – 3,78 ± 0,76 4,86 ± 0,33 4,19 ± 0,38 5,38 ± 0,65
F : Feuille ; ET : Ecorce tige
Le taux d’humidité des poudres des organes à l’étude varie de 3,74% à 5,93%. Le taux en cendres totales des poudres varie entre 2,91 % et 13,55 %.
La détermination du taux des cendres totales, est particulièrement importante pour apprécier la qualité pharmaceutique des drogues végétales, mais un taux élevé en cendres a été signalé, ce dernier pourrait être dȗ à la composition du sol de notre site de récolte. De plus, une étude réalisée par [68] autour de la station IINERA/Kipopo décrit le sol de cette zone comme étant argilo-sablonneux, avec une teneur relativement élevée en métaux, rappelant que cette zone a constitué notre site de récolte.
Le pH des solutions des poudres des espèces à l’étude varie de 3,78 à 5,38 pour les préparations entre (1- 10 %). Le pH est un paramètre nécessaire dans la fabrication des préparations médicamenteuses à base des plantes médicinales, important pour la tolérance du médicament par l’organisme, sa stabilité et donc parfois son activité. [54]
Cette étude a été menée en vue d’évaluer principalement l’activité cicatrisante des extraits éthanoliques de Cassia abbreviata et Cassia siamea, deux plantes utilisées en médecine traditionnelle congolaise dans la prise en charge des plaies. Cette activité a été évaluée sur Mus musculus sur lequel une plaie chirurgicale de 155 mm2 a été provoquée. Les résultats ont montré que tous les extraits présentent des propretés cicatrisantes avec un gain de temps de cicatrisation allant de 1 à 7 jours selon l’extrait, les écorces tiges de C. siamea viennent en première position. Ils disposent également d’une activité anti-inflammatoire, les écorces tiges de Cassia siamea sont les plus actif avec un T50 de 3 heures à une dose de 500 mgKg -1.
Les extraits ont notamment présenté l’activité antibactérienne modérée à l’exception des écorces tige de Cassia siamea qui ont présenté une forte activité (CMI : 7,8 à 500 μgmL-1 ; DZI : 11 – 23 mm) sur S. aureus, P. aeruginosa, K. pneumoniae, E. Coli et ce sont les écorces tiges de C. siamea qui sont les plus actives sur P. aeruginosa avec une CMI de 7,8 μgmL-1.
Bien que tous les extraits aient présenté une forte activité anti radicalaire (CI50 : 2,44 à 2,59 μg/mL), les feuilles de C. siamea ont présentée l’activité la plus élevée. Cette activité serait rattachée à la présence des groupes phytochimiques identifiés au sein de ces taxons. Leur profil physico-chimique renseigne qu’ils ont des taux de cendres totaux qui se situent entre 3,3 et 13,6%.
Les résultats indiquent que ces plantes possèdent des propriétés significatives qui pourraient être exploitées dans le développement des médicaments traditionnels améliorés contre les plaies. Leur capacité à favoriser la cicatrisation des plaies, à neutraliser les radicaux libres, à réduire l’inflammation et à combattre les infections bactériennes souligne leur valeur en médecine traditionnelle et moderne. Toutefois, des études supplémentaires sont nécessaires pour isoler les composés actifs responsables de ces effets pour évaluer leur sécurité et leur efficacité dans des applications cliniques.
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I.1. Matériel & Appareils
Ampoules à décanter (100 mL)
▪ Pulvérisateur ou broyeur à hélice HC-500 (36000r/min)
▪ Balance à précision (OHAUS),
▪ Balance analytique AND GR-200 (max210g Min 10mg),
▪ Etuve 0-300°C (Binder) et Memmert,
▪ Four en moufle «30-3000°C (CARBOLITE GERGO),
▪ Microscope Nikon E200 couplé à XCAM Full HD Camera (ToupCam) et Monitor LCD,
▪ Spectrophotomètre UV-VIS Double Beam (LI-2800),
▪ Lampe de UV 254/365 nm (CN-15.LC),
▪ Ultrasonic cleaner (VWR, 0-30 min),
▪ Vortex électrique (Heidolph),
Dosage des flavonoides totaux (a), tanins totaux (b), polyphénols totaux (c) Tableau XXI. Evaluation de l’activité antioxydante (%) des extraits en fonction de la concentration (µg/mL).
C (μg/mL) QC CAF CAT CSF CST
100 99,1582492 98,17±1,03 98,46±0,51 99,84±3,11 98,31±2,95
50 94,6127946 93,57±1,09 93,12±1,15 92,49±1,74 91,23±3,71
25 89,3939394 91,91±0,35 90,41±1,30 89,93±4,05 90,64±4,12
12,5 75,4208754 73,56±1,59 74,88±2,83 74,07±2,32 76,21±1,94
6,25 66,3299663 64,73±4,01 65,69±0,24 67,94±5,69 63,79±0,21
3,125 54,8821549 53,07±2,07 55,82±0,77 55,68±11,50 53,64±1,42
1,562 50,8417508 49,15±2,14 50,99±1,04 51,47±10,98 48,18±2,12
0,781 39,3939394 40,60±3,05 38,15±1,30 40,10±8,45 39,29±2,18
0,390 14,6464646 12,67±2,81 13,10±0,78 15,86±9,59 14,84±2,46
0,195 5,38720539 6,40±1,40 5,45±2,26 6,65±11,73 4,07±1,62
QC : Quercétine ; C : Concentra
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